Masalah air bersih dan perlindungan hidrosfer menjadi semakin akut seiring dengan berkembangnya kemajuan ilmu pengetahuan dan teknologi. Saat ini, di banyak wilayah di dunia terdapat kesulitan besar dalam memastikan konsumsi dan penggunaan air karena berkurangnya sumber daya air secara kuantitatif dan kualitatif. Hal ini terutama disebabkan oleh pencemaran badan air dan penarikan air dalam jumlah besar (pengaturan, pengalihan sebagian aliran sungai, dll.), yang dilakukan untuk kepentingan energi, irigasi lahan, navigasi dan keperluan lainnya.
Pekerjaan ini dilakukan atas instruksi Komite Regional Voronezh untuk Ekologi dan Perlindungan Sumber Daya Alam. Tidak ada ahli hidrobiologi di stafnya, namun hasil pengujian hidrobiologi air limbah sangat penting dan menjadi perhatian Komite. Sampel untuk pengujian disediakan oleh laboratorium Komite dan bukan sejumlah besar Daphnia untuk berkembang biak dan penggunaan lebih lanjut dalam eksperimen - Departemen Zoologi Invertebrata, Universitas Negeri Voronezh.
Untuk pengujian, limbah air dari kolam pengendapan enam pabrik gula di wilayah tersebut diambil.
Hasil percobaan dipindahkan ke Komite Regional untuk Ekologi dan Perlindungan Sumber Daya Alam.
Keadaan saat ini masalah pencemaran air dan pengolahan air limbah
Pencemaran badan air paling banyak dikaitkan dengan pembuangan air limbah industri, pertanian dan domestik ke dalamnya, dengan masuknya polutan dari atmosfer dan sebagai akibat dari aktivitas manusia di badan air itu sendiri. Di banyak badan air, polusinya sangat besar sehingga menyebabkan degradasi ekosistem, hilangnya nilai ekonomi dan lanskap.
Pencemaran badan air mengacu pada penurunan kepentingan ekonomi dan fungsi biosfer sebagai akibat dari masuknya zat-zat berbahaya yang bersifat antropogenik ke dalamnya.
Dari bahan pencemar tersebut, yang terpenting bagi ekosistem perairan adalah minyak dan produknya, pestisida, senyawa logam berat, deterjen, dan antiseptik. Polusi badan air dengan radionuklida menjadi sangat berbahaya. Peran penting dalam pencemaran badan air dimainkan oleh air limbah rumah tangga, arung jeram, limbah dari perusahaan pengolahan kayu dan banyak polutan lainnya yang tidak beracun, tetapi memperburuk lingkungan organisme akuatik.
Air limbah adalah air yang digunakan untuk keperluan rumah tangga, industri dan lainnya serta terkontaminasi dengan berbagai pengotor yang telah mengubah komposisi kimia aslinya dan properti fisik, serta air yang mengalir dari wilayah pemukiman dan perusahaan industri sebagai akibat dari curah hujan atau pengairan jalan.
Tergantung pada asal, jenis dan komposisinya, air limbah dibagi menjadi tiga kategori utama:
1. Rumah tangga (mulai dari toilet, dapur, kantin, rumah sakit. Berasal dari pemukiman dan bangunan umum, serta dari tempat domestik perusahaan industri)
2. Industri (air yang digunakan dalam proses teknis yang tidak lagi memenuhi persyaratan kualitasnya)
3. Atmosfer (air hujan dan lelehan, air dari irigasi jalan, air mancur dan drainase dibuang bersama dengan air atmosfer)
Air limbah adalah campuran heterogen kompleks yang mengandung pengotor asal organik dan mineral, yang berada dalam keadaan tidak larut, koloid, dan terlarut. Tingkat pencemaran air limbah dinilai berdasarkan konsentrasi, yaitu massa pengotor per satuan volume (mg/l). Komposisi yang paling kompleks adalah air limbah dari perusahaan industri. Terbentuknya air limbah industri dipengaruhi oleh bahan baku yang diolah, teknis proses produksi, reagen yang digunakan, produk antara dan produk antara, komposisi sumber air, kondisi setempat, dll.
Perairan ini mungkin berbeda dalam konsentrasi polutan, tingkat agresivitas, dll.
Waduk tercemar terutama sebagai akibat pembuangan air limbah dari perusahaan industri dan daerah berpenduduk ke dalamnya. Akibat pembuangan air limbah, sifat fisik air berubah (suhu meningkat, kejernihan menurun, muncul rasa, warna, bau), muncul zat terapung di permukaan waduk, dan terbentuk sedimen di dasar, komposisi kimia air berubah. (kandungan zat organik dan anorganik meningkat, zat beracun, kandungan oksigen menurun, reaksi aktif lingkungan berubah, dll), komposisi bakteri kualitatif dan kuantitatif berubah, dan muncul bakteri patogen. Perairan yang tercemar menjadi tidak cocok untuk pasokan air minum dan teknis serta kehilangan kepentingan perikanan.
Langkah pertama menuju peningkatan proses pengolahan air limbah melibatkan penggunaan langsung kapasitas pemurnian dan penyaringan alami tanah. Sudah di abad ke-19, kawasan khusus dialokasikan di sekitar pusat industri besar tanah, yang berfungsi untuk pengolahan air limbah. Mereka disebut bidang filtrasi dan bidang irigasi. Namun lamanya periode pembersihan dan luas lahan membuat metode ini tidak ekonomis untuk produksi yang berkembang pesat. Dengan metode pembersihan ini, kesulitan sanitasi dan epidemiologi tertentu juga timbul.
Tahap selanjutnya dalam pengembangan metode pengolahan air limbah adalah penggunaan kolam biologis. Proses penjernihan air di dalamnya mengikuti prinsip penjernihan alami yang biasa terjadi pada waduk dan hanya sebagian diatur oleh manusia. Beginilah cara pengolahan air limbah dari pabrik pengolahan daging, pabrik susu dan gula, toko gula-gula, dan perusahaan lainnya. Seringkali kolam seperti itu dilengkapi dengan aerasi paksa dan sirkulasi air. Aspek negatif dari pengoperasian biopond adalah lamanya proses pembersihan yang berlangsung hingga 30 hari. Proses pemurnian dianggap final bila terdapat sisa amonium nitrogen di dalam air.
Kemajuan teknologi dan proses industrialisasi yang terus meningkat pada awal abad ke-20 menyebabkan perlunya menemukan metode pengolahan air limbah yang lebih cepat dan ekonomis.
Metode pengolahan biologis buatan, berdasarkan aktivitas aktif organisme hidup, saat ini tetap menjadi metode utama yang ekonomis dan efektif, memastikan penguraian kontaminan paling lengkap dibandingkan dengan semua metode industri lainnya.
3. Metode analisis dan pengujian air limbah
Diantaranya metode analisis hidrobiologi perairan permukaan analisis saprobiologis menempati salah satu tempat terpenting. Dikembangkan pada awal abad ke-20 oleh ahli botani Kolkwitz dan ahli zoologi Marsson, analisis saprobiologi terus berhasil digunakan dalam praktek sehari-hari pengendalian hidrobiologis kualitas air permukaan.
Awalnya, saprobitas dipahami sebagai kemampuan organisme untuk berkembang dengan kandungan kontaminan organik yang lebih besar atau lebih kecil di dalam air. Kemudian dibuktikan secara eksperimental bahwa saprobitas suatu organisme ditentukan oleh kebutuhannya akan nutrisi organik dan ketahanannya terhadap produk pembusukan yang berbahaya dan kekurangan oksigen di perairan yang tercemar.
Sekarang telah ditetapkan bahwa dalam rangkaian organisme oligosaprobes-mesosaprobes-polysaprobes, tidak hanya resistensi spesifik terhadap polutan organik dan konsekuensinya seperti kekurangan oksigen meningkat, tetapi juga kemampuan nonspesifiknya untuk hidup dalam kondisi lingkungan yang sangat berbeda. Ketentuan ini secara signifikan memperluas kemungkinan penggunaan analisis saprobiologi tidak hanya dalam kasus pencemaran air oleh air limbah domestik, tetapi juga dalam kasus pencemaran industri.
DI DALAM sistem klasik Organisme indikatif dibagi menjadi tiga kelompok:
1. organisme perairan yang sangat tercemar – polisaprobion, atau polisaprob;
2. organisme perairan dengan polusi sedang – mesosaprobion, atau mesosaprobion;
3. organisme perairan yang sedikit tercemar – oligosaprobion, atau oligosaprob.
Perairan polisaprobik dicirikan oleh kekurangan oksigen dan kandungan karbon dioksida yang tinggi serta berat molekul tinggi yang mudah menguraikan zat organik - protein, karbohidrat. Populasi perairan polisaprobik mempunyai keanekaragaman spesies yang rendah, namun spesies individu dapat mencapai jumlah yang besar. Flagellata dan bakteri yang tidak berwarna sangat umum ditemukan di sini.
Perairan mesaprobik dicirikan oleh pemurnian diri yang kuat. Jamur, bakteri, dan alga berlimpah. Perairan ini dihuni oleh organisme invertebrata, serta jenis ikan yang tidak membutuhkan oksigen. Kolam desa, parit dan parit di lahan irigasi biasanya mengandung air masosaprobik.
Di perairan oligosaprobik, proses pemurnian diri terjadi kurang intens dibandingkan di perairan mesosaprobik. Proses oksidatif mendominasi di dalamnya, saturasi oksigen sering diamati, dan produk seperti senyawa amonium, nitrit dan nitrat mendominasi. Perairan ini mengandung beragam organisme hewan dan tumbuhan.
Perairan oligosaprobik praktis merupakan perairan murni dari danau-danau besar. Jika perairan tersebut terjadi melalui mineralisasi dari perairan yang tercemar, maka perairan tersebut dicirikan oleh mineralisasi zat organik yang hampir sempurna.
Daphnia adalah organisme mesosaprobik. Dengan bantuannya, Anda dapat menentukan tingkat pengolahan air limbah yang cukup baik. Karena sangat sensitif terhadap perubahan lingkungan perairan, kita juga dapat menentukan tingkat pemurnian air yang tidak mencukupi. Oleh karena itu, kami melakukan biotesting air limbah dengan metode Daphnia.
4. Biotesting air limbah dengan metode Daphnia
Sampai saat ini, sejumlah besar konsentrasi maksimum yang diijinkan telah diuji dan digunakan dalam praktik. berbagai zat, norma arus maksimum yang diperbolehkan juga berhasil diterapkan dalam praktik perekonomian nasional.
Jika terdapat pasokan air limbah yang berlebihan dengan konsentrasi zat berbahaya yang tinggi, kualitas alami air akan terganggu dan menjadi tidak sesuai untuk menjalankan fungsi biologis tubuh. Hal ini berdampak negatif terhadap kondisi dan perkembangan semua organisme akuatik dan menyebabkan keadaan negatif pada ekosistem yang stabil, yang strukturnya dalam banyak kasus disederhanakan.
Beberapa komponennya, yang terutama berguna bagi manusia, sebagian punah, dan sejumlah perwakilan flora dan fauna dapat berkembang secara intensif dan berkontribusi pada penurunan kualitas alami perairan.
Tujuan dari pekerjaan ini adalah untuk mengendalikan kualitas air limbah yang dibuang oleh pabrik gula di wilayah tersebut. Pengendalian dilakukan dengan menggunakan salah satu metode biologis yang paling dapat diterima pada krustasea cladoceran Daphnia magna dari ordo phyllopoda.
Untuk melaksanakan pekerjaan ini yang Anda butuhkan bahan berikut dan peralatan:
Mikroskop MBS, kaca pembesar, jaring hidrobiologi untuk menangkap daphnia, jaring untuk memindahkan daphnia ke dalam wadah biotesting, akuarium-pilot dengan volume 5 l, silinder ukur dengan volume 0,5-2 l, pipet ukur dengan volume 1 , 2, 10 ml, gelas kimia dengan volume 200,100,50 ml, corong kaca, cawan petri, kertas saring
5. Ciri-ciri benda uji
Genus Daphnia mencakup 50 spesies dan tersebar luas. Lima spesies daphnia tersebar luas di perairan tawar di wilayah kami.
Krustasea dari spesies Daphnia magna berukuran lebih besar dan penggunaannya dalam eksperimen toksikologi lebih disukai. Mereka hidup di perairan yang tergenang dan perairan berarus rendah, terutama sering kali di waduk dan genangan air yang mengering untuk sementara. Di negara kita, mereka tersebar di mana-mana kecuali Arktik dan Timur Jauh. Mereka adalah mesosaprobe yang khas dan tahan terhadap salinitas hingga 6%.
Siklus perkembangan biologis yang pendek memungkinkan kita melacak pertumbuhan dan perkembangan daphnia di semua tahap kehidupan. Selama kehidupan daphnia, ada beberapa tahapan yang disertai dengan pergantian kulit: 3 tahap pertama terjadi setelah 20-24-36 jam, tahap keempat - pematangan telur di ovarium, dan tahap kelima - bertelur di ruang induk diikuti pada saat interval 1-1,5 hari. Mulai tahap keenam, setiap pergantian kulit disertai dengan bertelur. Daphnia tumbuh paling intensif pada hari-hari pertama setelah lahir, setelah dewasa pertumbuhannya melambat. Remaja yang baru lahir berukuran panjang 0,7-0,9 mm, pada saat dewasa, betina mencapai 2,2 - 2,4 mm, dan jantan - 2,0 - 2,1 mm. Panjang maksimum tubuh betina bisa mencapai 6,0 mm.
Dalam kondisi yang menguntungkan dan di laboratorium, daphnia bereproduksi hampir sepanjang tahun tanpa pembuahan - secara partenogenetik, menghasilkan keturunan yang terdiri dari betina. Dengan kekurangan makanan, kelebihan populasi, perubahan kondisi suhu dan penurunan jam siang hari, jantan muncul dalam populasi daphnia, dan daphnia melanjutkan reproduksi seksual, bertelur “telur musim dingin” (1-2) setelah pembuahan di ephippium, terbentuk dari bagian katup cangkang betina.
Masa pemasakan krustasea pada suhu optimal 20-220C s nutrisi yang baik– 5 -8 hari. Durasi perkembangan embrio biasanya 3-4 hari, dan dengan peningkatan suhu hingga 25-46 jam. Setelah itu, anak-anaknya menetas. Generasi partenogenetik mengikuti satu demi satu setiap 3-4 hari. Pembentukan telur di kandang berhenti 2-3 hari sebelum kematian. Di alam, daphnia hidup rata-rata 20-25 hari, dan di laboratorium sekitar 20 hari modus optimal 3-4 bulan atau lebih. Pada suhu di atas 250C, umur daphnia bisa berkurang hingga 25 hari.
Sumber makanan Daphnia perairan alami Mereka termasuk bakteri, alga uniseluler, detritus, dan bahan organik terlarut. Intensitas konsumsi makanan tergantung pada sifat, konsentrasi lingkungan, suhu dan umur krustasea. Proses makan daphnia berhubungan langsung dengan pergerakan kaki dada yang mengarahkan aliran air ke bagian dalam cangkang. Partikel makanan yang disaring pada “ayakan” memasuki alur memanjang dan dipindahkan ke mulut krustasea.
Fungsi kaki dada berhubungan dengan proses pernapasan. Pertukaran gas terjadi di insang (bagian kaki yang berbentuk oval). Daphnia resisten terhadap perubahan rezim oksigen (dari 2 mg O2/l), yang berhubungan dengan kemampuan mensintesis hemoglobin. Dalam kondisi konsentrasi oksigen terlarut yang rendah, daphnia menjadi berwarna kemerahan, dan dalam kondisi yang menguntungkan, warnanya menjadi kuning merah muda.
Dalam kondisi laboratorium, kami menggunakan pakan ragi, yang disiapkan sebagai berikut: 1 g ragi segar atau 0,3 g ragi kering udara dituangkan ke dalam 100 ml air suling. Setelah membengkak, ragi tercampur rata. Biarkan selama 30 menit. Tambahkan cairan supernatan ke dalam wadah berisi krustasea sebanyak 3 ml per 1 liter air.
Persiapan daphnia untuk biotesting dilakukan sesuai dengan skema berikut: 30-40 krustasea dengan ruang induk penuh telur atau embrio ditransplantasikan ke dalam wadah 1-2 liter (gelas) dengan air akuarium selama 3-4 hari sebelum pengujian, ke dalamnya makanan ditambahkan sebelum menanam daphnia. Setelah daphnia muda muncul (setiap betina dapat bertelur 10 hingga 40 daphnia muda), daphnia dewasa dikeluarkan menggunakan tabung kaca, dan remaja berumur satu hingga dua hari digunakan untuk biotesting. Jumlah daphnia yang diperlukan untuk pengujian ditentukan oleh jumlah sampel air kontrol dan pengencerannya. Jadi, untuk menguji satu sampel dengan satu kali pengulangan, dalam rangkap tiga diperlukan 60 daphnia (10 krustasea ditempatkan di setiap wadah pengujian)
6. Uji toksisitas Daphnia
Ada beberapa metode pengujian untuk menentukan toksisitas air alami dan air limbah untuk Daphnia, yang dikembangkan oleh penulis berbeda. Kami menggunakan uji “Biotesting air limbah menggunakan Daphnia” yang dilakukan oleh Kementerian Reklamasi Lahan dan Sumber Daya Air Uni Soviet pada tahun 1986.
Biotesting menentukan efek toksik akut dan kronis dari zat berbahaya pada hewan. Akut adalah efek air limbah terhadap Daphnia selama 10 menit hingga 96 jam dan diwujudkan dalam imobilisasi atau kematian mereka. Sebelum biotesting dilakukan pekerjaan persiapan, termasuk memperoleh bahan sumber untuk kultur laboratorium dan budidayanya. Untuk biotesting, sampel air limbah diambil dari kolam pengendapan enam pabrik gula di wilayah tersebut. Sebagai perbandingan dengan latar belakang, sampel air diambil di luar zona pengaruh air limbah.
Sampel ditempatkan dalam wadah kaca yang diisi dengan penutup untuk mencegah masuknya udara. Pembekuan dan pengalengan sampel terpilih tidak diperbolehkan. Biotesting dilakukan segera setelah pengambilan sampel dan penyerahan ke laboratorium. Persediaan air untuk biotesting disimpan di lemari es. Suhu air yang diuji adalah +18-240C.
Biotesting terhadap pembuangan air limbah yang ada dilakukan untuk mengidentifikasi dan selanjutnya mengendalikan sumber EHP (polusi sangat tinggi). Efek akut dari sampel yang diuji pada daphnia ditentukan. Kriteria toksisitas akut adalah tingkat kelangsungan hidup krustasea; tingkat kelangsungan hidup adalah jumlah daphnia yang bertahan selama periode pengujian. Uji air limbah tanpa pengenceran dan kontrol air.
100 ml akuarium dan sampel air yang sesuai dituangkan ke dalam bejana uji. Masing-masing berisi 10 daphnia remaja. Mereka dimasukkan ke dalam bejana uji menggunakan jaring gas planktonik berdiameter 3-4 cm atau pipet dengan bola karet. Ulangi tiga kali. Pembuluh darah dibiarkan dalam cahaya yang tersebar. Daphnia tidak diberi makan selama seluruh periode biotesting. Jumlah daphnia yang mati dan tidak dapat bergerak dihitung, dan daphnia yang tidak dapat bergerak termasuk dalam jumlah yang mati. Krustasea yang tenggelam ke dasar dan tidak naik ke kolom air 10-30 detik setelah kapal diguncang dianggap tidak bergerak. Jumlah daphnia yang masih hidup ditentukan. Akuntansi dilakukan setiap jam selama 8 jam pertama pengamatan, kemudian setelah 12 dan 24 jam sejak dimulainya pengujian, dan selanjutnya pada awal dan akhir hari kerja.
7. Pengolahan dan evaluasi hasil
Nilai kelangsungan hidup rata-rata aritmatika daphnia dalam air uji ditentukan dibandingkan dengan kontrol dan dihitung persentase penyimpangan dari kontrol. Air yang diuji mempunyai efek toksik akut terhadap daphnia jika persentase penyimpangan dari indikator kendali kelangsungan hidup daphnia dalam waktu 96 jam kurang dari 10. Hasil biotesting dinyatakan dalam poin
Jika Anda menerima 0 poin, situasinya dianggap menguntungkan dan tidak memerlukan penggunaan tindakan perlindungan air tambahan. Jika skornya 1, situasinya dianggap tidak menguntungkan dan tindakan diambil untuk meningkatkan pengoperasian struktur perlindungan air yang ada. Dengan skor penilaian 2, perlu dilakukan biotesting terhadap sampel air yang bersangkutan untuk mengetahui efek toksik kronis. Hasil biotesting yang dinyatakan dalam poin 3,4,5 menunjukkan situasi yang dapat menyebabkan kerusakan signifikan pada badan air dan memerlukan tindakan untuk mengatur tindakan perlindungan air tambahan. Perusahaan di mana sampel air yang diuji dari titik kontrol suatu badan air diberi skor 3 atau lebih tinggi termasuk dalam daftar potensi sumber polutan elektronik badan air dan tunduk pada pengendalian toksikologi.
8. Kesimpulan dan saran
Dari hasil analisis yang dilakukan diperoleh hasil sebagai berikut:
Tanpa pengenceran: Dua pabrik gula (Ertilsky dan Gribanovsky) membuang air hipertoksik (5 poin) ke kolam pengendapan. Pabrik gula Sadovsky mengeluarkan air yang sangat beracun (4 poin), dan tiga pabrik gula (Elan-Kolenovsky, Nizhnee-Kislyaysky dan Pereleshinsky) membuang air yang cukup beracun (3 poin) ke kolam pengendapan.
Pada pengenceran 1:10: toksisitas berkurang dari hipertoksik menjadi sangat toksik.
Pada pengenceran 1:100: Hipertoksisitas menurun, air menjadi cukup toksik.
Data eksperimen dipindahkan ke Komite Regional untuk Ekologi dan Perlindungan Sumber Daya Alam. Semua pabrik termasuk dalam daftar potensi sumber bahan impor dan tunduk pada pengendalian toksikologi.
Pekerjaan yang dilakukan menunjukkan bahwa teknik biotesting sederhana dan mudah diakses. Hal ini dapat direkomendasikan untuk digunakan secara luas dalam praktik baik oleh ahli hidrobiologi dari organisasi lingkungan dan universitas, serta oleh mahasiswa universitas dan perguruan tinggi teknik serta mahasiswa perguruan tinggi dan sekolah teknik.
Biotesting sekarang menjadi teknik utama dalam pengembangan konsentrasi maksimum bahan kimia yang diperbolehkan dalam air. Pada saat yang sama, parameter yang mencirikan toksisitas ditentukan sebagai: LC50 (konsentrasi mematikan untuk 50% organisme uji), EC50 (konsentrasi efektif untuk 50% organisme uji), MNC (konsentrasi tidak efektif maksimum), ESLV (kira-kira tingkat paparan yang aman). ), ATD (efek toksik akut), CTD (efek toksik kronis) dan LV50 (waktu kematian 50% organisme uji).[...]
Biotesting waduk didasarkan pada kenyataan bahwa kelompok organisme akuatik tertentu dapat hidup pada tingkat pencemaran reservoir tertentu dengan bahan organik. Kemampuan hidrobion untuk bertahan hidup pada lingkungan yang tercemar bahan organik disebut saprobitas.[...]
Biotesting juga dilakukan dengan menggunakan benda uji seluler - sperma banteng bergranulasi, yaitu. dengan menganalisis ketergantungan indeks motilitas suspensi sperma terhadap waktu dan menentukan tingkat penekanan motilitasnya (pengurangan waktu rata-rata motilitas) di bawah pengaruh racun yang terkandung dalam air, sesuai dengan. Metode ini diimplementasikan menggunakan sistem analisis otomatis yang menyediakan penilaian komparatif indikator mobilitas suspensi sperma dalam sampel air percobaan dan media kontrol, penentuan prosedur perhitungan dan penyajian hasil dalam bentuk indeks toksisitas yang sesuai. Indeks mobilitas dinilai dengan secara otomatis menghitung jumlah fluktuasi intensitas radiasi tersebar yang disebabkan oleh lewatnya sel melalui probe optik.[...]
Biotesting air limbah untuk digunakan kembali menunjukkan bahwa air limbah yang tidak diolah menekan perkecambahan benih dan pertumbuhan bibit sebesar 22%, setelah itu fasilitas perawatan- sebesar 12%, dan diencerkan dengan perbandingan 1:1 atau 1:2 - sebesar 9%. Kontrol dalam semua kasus telah ditetapkan keran air.[ ...]
BIO-TESTING - penilaian kondisi lingkungan pada organisme hidup. Lihat Indikator biologis. TRANSFORMASI BIOTIK LINGKUNGAN (B.t.s.) - perubahan kondisi abiotik di bawah pengaruh aktivitas vital organisme. DALAM DAN. Vernadsky menganggap organisme hidup sebagai faktor geokimia yang menciptakan biosfer. Berkat organisme hidup, oksigen muncul di atmosfer, tanah terbentuk, dan lapisan sedimen terbentuk di dasar lautan. Hasilnya, B.t.s. cadangan detritus tercipta dalam bentuk gambut dan sapropel.[...]
Berbagai macam organisme (tanaman air, alga, krustasea, moluska, dan ikan) digunakan untuk biotesting. Namun yang paling sensitif terhadap polutan dari berbagai sifat adalah krustasea air tawar Daphnia magna.[...]
Biotesting mengacu pada teknik penelitian yang menggunakan kualitas lingkungan, faktor-faktor yang bertindak secara mandiri atau bersama-sama dengan faktor lain, digunakan untuk menilai kelangsungan hidup, kondisi dan perilaku organisme yang ditempatkan secara khusus di lingkungan ini - objek uji. Pertumbuhan individu, produktivitasnya, dan tingkat kelangsungan hidup berfungsi sebagai indikator biotesting kualitas lingkungan. Untuk tujuan pemantauan air alami dan air limbah dari perusahaan, fitoplankton dan daphnia ternyata berguna.[...]
Metode biotesting didasarkan pada penilaian keadaan fisiologis dan stres adaptif organisme yang beradaptasi dengan lingkungan yang bersih dan ditempatkan di lingkungan pengujian selama percobaan. Metode-metode ini juga memberikan informasi tentang kualitas ekologi integral lingkungan. Tujuan ramalan biasanya dikaitkan dengan ekstrapolasi hasil eksperimen terhadap kualitas hidup manusia dan perubahan indikator keanekaragaman hayati dalam ekosistem. Penilaian lingkungan dengan menggunakan sistem biotesting dan bioindikasi di setiap titik wilayah harus didasarkan pada analisis kompleks spesies. Untuk ekosistem darat, ini adalah herba dan tanaman berkayu, hewan invertebrata (misalnya moluska dan artropoda) dan hewan vertebrata (amfibi, reptil, burung, mamalia). Penilaian kondisi masing-masing spesies didasarkan pada hasil penggunaan sistem metode: morfologi (misalnya mencatat tanda-tanda asimetri pada struktur luar), genetik (uji aktivitas mutagenik), fisiologis (uji intensitas energi). metabolisme), biokimia (penilaian stres oksidatif pada hewan dan fotosintesis pada tumbuhan), imunologi (tes potensi kekebalan).[...]
Biotesting jangka panjang (3=20 hari) memungkinkan untuk menentukan efek toksik kronis air pada daphnia dengan mengurangi kelangsungan hidup dan kesuburannya. Indikator kelangsungan hidup adalah jumlah rata-rata daphnia betina awal yang bertahan selama biotesting; indikator kesuburan adalah rata-rata jumlah remaja yang dipijahkan selama biotesting, dihitung per satu betina awal yang bertahan hidup. Kriteria toksisitasnya berbeda nyata dengan kontrol dalam tingkat kelangsungan hidup dan kesuburan daphnia.[...]
Substrat untuk biotesting dikumpulkan di area pabrik peleburan tembaga Sredneuralsk (wilayah Sverdlovsk, Revda, Ural Tengah, taiga selatan). Bahan utama emisinya adalah 802 dan debu polimetalik (terutama senyawa Cu, Pb, Cd, Zn, Al). Polusi jangka panjang (sejak tahun 1940) telah menyebabkan pengasaman yang signifikan pada serasah hutan dan peningkatan kandungan logam di dalamnya (Tabel 1). Pola transformasi teknogenik ekosistem hutan di wilayah penelitian telah dijelaskan sebelumnya (Vorobeichik et al., 1994).[...]
Dengan demikian, biotesting air merupakan penilaian kualitas air berdasarkan respon organisme perairan, yang dalam hal ini adalah benda uji (Tabel 15.2).[...]
Keuntungan biotesting juga mencakup kemungkinan penggunaannya menggunakan instrumen portabel selama penelitian lapangan, serta kemudahan pengumpulan dan analisis sampel. Jadi, dengan menggunakan metode ini, berdasarkan keadaan fungsional (perilaku) benda uji (krustasea - daphnia, alga - chlorella, ikan - guppy, dll.), dimungkinkan untuk menilai kualitas perairan dan mengurutkannya menurut kelasnya. kondisi. Dengan demikian, air tersebut dapat digunakan untuk minum atau keperluan lainnya. Kriteria paling informatif untuk menilai kondisi permukaan dan air limbah (berdasarkan kondisi benda uji) diberikan dalam Tabel. 42.[...]
Metode biotesting pada daphnia berhasil dilengkapi dengan analisis biotest menggunakan mikroorganisme paling sederhana - sandal ciliata (Paramecium caudatum). Metode analisis biotest sampel air didasarkan pada kemampuan ciliate untuk menghindari zona yang tidak menguntungkan dan mengancam jiwa dan secara aktif bergerak sepanjang gradien konsentrasi zat kimia ke zona yang menguntungkan. Metode ini memungkinkan Anda dengan cepat menentukan toksisitas akut sampel air dan dimaksudkan untuk mengontrol toksisitas alami, limbah, air minum, ekstrak air dari berbagai bahan dan produk makanan. [...]
Pedoman tentang biotesting air limbah menggunakan krustasea Daphnia magna. - M.: v/o Soyuzvodproekt OMPR dan VP, 1986. - 27 hal. [...]
Saat menggunakan metode biotesting, sejumlah konsep dan definisi digunakan: objek uji dipahami sebagai organisme hidup yang digunakan dalam biotesting; reaksi uji - perubahan indikator apa pun pada benda uji di bawah pengaruh zat beracun yang terkandung dalam air; parameter uji - ekspresi kuantitatif dari reaksi uji; kriteria toksisitas - nilai parameter uji atau aturan yang menjadi dasar kesimpulan dibuat tentang toksisitas air. [...]
Yang paling menjanjikan dalam biotesting lingkungan adalah protozoa - ciliata. Mereka digunakan dalam pengujian ekotoksikologi air dan tanah, dalam pengujian biologis bahan kimia dan bahan asal biologis.[...]
Pedoman metodologi biotesting mencakup metode penentuan toksisitas dengan menggunakan daphnia, alga dan ikan sebagai objek uji. Selain tes wajib (pada daphnia), penggunaan metode biotesting lain yang direkomendasikan diperbolehkan.[...]
Di meja 21 menyajikan hasil biotesting lima formulasi antiseptik yang mengandung alkil benzil amonium klorida (¿)), trisodium fosfat (k2), natrium karbonat (k3) dan asam borat(4).[ ...]
Gudimov A.B., Petrov B.S., Gudimova E.N. Biotesting pada invertebrata bentik sebagai cara mencegah dan meminimalkan pencemaran wilayah perairan di area pengembangan minyak dan gas di landas Arktik // Ladang dan ekologi minyak dan gas kelautan dan Arktik. M.: VNIIGAZ, 1996.[...]
Sebagai kriteria toksisitas perairan sungai Tingkat kelangsungan hidup organisme yang diuji digunakan.[...]
Dalam praktiknya, untuk mengendalikan toksisitas air, bersama dengan metode biotesting yang terkenal, uji biokimia dan fisiologis banyak digunakan, berdasarkan perbandingan parameter yang mencirikan perilaku normal suatu organisme atau biokultur dengan parameter yang sama yang diamati di bawah pengaruh air yang terkontaminasi. Biasanya, parameter yang dikontrol adalah perubahan konsentrasi oksigen organik, jumlah oksigen yang diserap atau karbon dioksida yang dilepaskan, dll. Semua metode ini untuk pertama kalinya distandarisasi di tingkat internasional.[...]
Kemungkinan lain untuk melakukan penilaian integral terhadap tingkat polusi udara adalah dengan melakukan biotesting terhadap toksisitas air dari lapisan salju kota, yang telah mengumpulkan emisi dari perusahaan industri dan kendaraan selama periode musim dingin. Untuk tujuan ini, kami telah mengembangkan dan mensertifikasi metodologi operasional dan seperangkat peralatan untuk melakukan biotesting perairan untuk mengetahui dampak polutan terhadap pertumbuhan alga chlorella. Perkembangan ini memungkinkan untuk secara bersamaan mengevaluasi toksisitas banyak sampel salju yang mencair, serta air alami dan air limbah lainnya. Penelitian telah menunjukkan efektivitas yang tinggi dari hal ini pendekatan metodologis dalam menentukan pencemaran lingkungan.[...]
Berdasarkan hasil studi eksperimental, diusulkan untuk menggunakan biotesting sebagai metode penilaian prediktif pencemaran perairan perairan selama pengembangan ladang minyak dan gas lepas pantai. Keuntungan dari metode yang dipertimbangkan dibandingkan dengan sistem pemantauan yang diterima secara umum diuraikan.[...]
Kami telah mengembangkan, menyempurnakan, dan menyesuaikan dengan kondisi produksi metode ekspres untuk biotesting badan air menggunakan organisme uji seperti krustasea - Daphnia magna Straus (cladocera, krustasea), selanjutnya disingkat - Daphnia magna, serta protozoa - Paramecium caudatum (Gbr. 2). 3.4).[...]
Untuk menilai signifikansi biologis dari perubahan yang teridentifikasi pada karakteristik struktural air, biotesting dilakukan sesuai dengan rekomendasi “Metode biotesting air”. Kami menggunakan hidrobion dari tingkat trofik yang berbeda (3 kelompok sistematis): protozoa - ciliata Tetrahimena pyriformis, invertebrata - krustasea air tawar Daphnia magna dan ikan guppy remaja Poecilia reticulata peters. [...]
Saat ini, metode yang paling informatif dan andal untuk menilai kualitas zat berbahaya dan zat yang masuk ke dalamnya adalah biotesting. Saat pengeboran menggunakan metode ini, toksisitas cairan pengeboran dan limbah pengeboran dinilai. Perlu dicatat bahwa biotesting air limbah pengeboran (DWW) dilakukan dengan benar, sesuai dengan metodologi air limbah yang disetujui. Namun, untuk serbuk bor dan cairan proses pengeboran, yang komposisi dan sifatnya sangat berbeda dari BSW, tidak ada metode biotesting berbasis ilmiah yang dapat mempertimbangkan spesifikasinya. Oleh karena itu, syarat-syarat penelitian, misalnya faktor pengenceran zat awal, tidak seragam. Oleh karena itu, hasil penelitian oleh penulis yang berbeda seringkali tidak dapat dibandingkan, dan dalam beberapa kasus keandalannya dipertanyakan. Jadi, ketika cairan pencuci diencerkan, fase terdispersinya mengendap dan efek toksikologisnya sebenarnya tidak diperhitungkan. Sedangkan tanah liat yang digunakan dalam komposisi BPZh memiliki daya serap yang tinggi. Oleh karena itu, bukan tanah liat asli yang digunakan untuk menyiapkan cairan pembilas yang masuk ke lingkungan perairan, melainkan tanah liat yang dimodifikasi selama sirkulasi melalui sumur. Selain itu, partikel tanah liat dari batuan yang dibor masuk ke BPZ.[...]
Sayangnya, ketika menggunakan skala penilaian di atas, aspek metodologis harus diperhitungkan. Diketahui bahwa hasil biotesting sangat bergantung pada metode penentuannya. Dan bahkan penyimpangan sekecil apa pun, yang tidak terlihat oleh peneliti yang tidak berpengalaman, menyebabkan distorsi hasil yang signifikan.[...]
Selama beberapa tahun terakhir, arah independen pengendalian biologis terhadap keadaan lingkungan melalui bioindikasi dan biotesting telah muncul [Zakharov, 1993; Schubert (ed.), 1988; Melekhova dkk., 1988, 2000; Smurov, 2000].[...]
| 3 |
Salah satu metode penilaian integral kualitas air yang bersentuhan dengan alat pemurnian untuk mengidentifikasi kemungkinan dampak negatif bahan konstruksi terhadap kualitas air minum adalah biotesting menggunakan hidrobion dari berbagai tingkat trofik.[...]
Organisme fauna dasar tidak hanya merupakan objek yang nyaman untuk pemeliharaan perairan, tetapi juga pemantau polusi kronis yang sangat baik. Analisis reaksi fisiologis dan perilaku mereka selama biotesting memungkinkan kita untuk secara andal menentukan ambang batas, beban yang dapat ditoleransi dan mematikan yang disebabkan oleh jenis polusi tertentu. Biotesting di Murman belum dikembangkan dengan baik, meskipun urgensinya sudah jelas, dan hasilnya tidak dapat digantikan oleh pemantauan. Penelitian tentang biotesting cairan pengeboran dan komponennya, yang dimulai di lembaga kami, menunjukkan keberhasilannya, khususnya, pada objek seperti holothurian Cucumaria frondosa, hidroid Dynamena pumita, amphipoda Gammarus oceanicus, kerang - kerang (Mytilus edulis L.) dan Modiolus (Gbr. 1-3). Eksperimen telah menunjukkan bahwa moluska pemakan filter, yang beradaptasi sempurna dengan kondisi laboratorium, secara bersamaan menggabungkan resistensi umum yang tinggi dengan sensitivitas yang cukup dari reaksi fisiologis dan perilaku individu terhadap berbagai jenis polutan. Selain itu, berdasarkan perilaku dan pertumbuhan kerang misalnya, tidak hanya dapat dilakukan pengujian zat pencemar saja, tetapi juga dapat dilakukan pemantauan secara terus menerus terhadap kualitas perairan alami, khususnya di wilayah pesisir (Teluk Teriberka). , Teluk Kola) - di tempat keluarnya pipa bawah air dan mengangkut kondensat gas, minyak dan gas.[...]
Daphnia magna adalah krustasea kecil, penghuni permanen perairan yang tergenang dan berarus rendah. Menurut cara makannya, ini adalah filter feeder aktif, ukuran betina mencapai 3 mm, jantan 1,5-2 kali lebih kecil. Daphnia digunakan untuk biotesting reservoir.[...]
Metodologi yang dikembangkan akan memungkinkan untuk menganalisis keadaan sebenarnya bahaya lingkungan zat. Dalam hal ini, prosedur analisis risiko lingkungan dari zat non-komersial akan didasarkan pada perbandingan indikator biotesting yang diukur dengan skala tingkat dampak teknogenik. Oleh karena itu, alih-alih standar lingkungan dan perikanan yang saat ini disetujui untuk semua zat non-komersial yang digunakan, yang perlu disetujui hanyalah metodologi biotesting dan beberapa skala tingkat dampak teknogenik terhadap lingkungan alam.[...]
Di Perancis, penilaian kualitas lingkungan perairan berdasarkan indikator toksikologi adalah wajib dalam “Sistem Pengendalian Kualitas Air Tawar”. Pengendalian toksikologi industri terhadap air limbah dilakukan di lebih dari 150 perusahaan. Digunakan untuk biotesting ditetapkan standar biotest untuk toksisitas akut menggunakan bakteri, alga, daphnia dan ikan.[...]
Ketika membahas hasil analisis biotest badan air, timbul pertanyaan tentang kriteria toksisitas, yaitu. pada pilihan nilai indeks toksisitas di mana air mempunyai atau tidak mempunyai efek toksik terhadap organisme hidup. Kami telah menguji metode biotesting pada larutan model yang diketahui mengandung zat beracun dan badan air asli.[...]
Nilai DF atau AF/Ft yang diperoleh dengan membuat kurva cahaya mencirikan aktivitas fotosintesis spesifik dan aktivitas fisiologis umum alga dan dapat digunakan sebagai indikator independen terhadap kondisinya, khususnya selama bioindikasi dan biotesting kualitas air.[... ]
Polusi modern hampir selalu menyiratkan adanya berbagai macam faktor di lingkungan, yang tindakan gabungannya dapat menyebabkan efek yang tidak terduga. Oleh karena itu, para ahli di bidang ekotoksikologi mencatat fakta ketidakkonsistenan antara hasil biotesting (toksisitas) dan analisis kimia (data “menguntungkan”). Efek gabungan mungkin menjadi salah satu kemungkinan penyebabnya. Secara khusus, ditemukan bahwa akumulasi arsenik di dalam tanah menyebabkan munculnya komunitas mikroba tertentu. Polusi kimia merangsang perkembangan mikroorganisme fitopatogen. Misalnya, dengan peningkatan konsentrasi arsenik, terbentuk kompleks fusarium-nematoda, yang menimbulkan bahaya ganda bagi tanaman tingkat tinggi (Varaksina et al., 2004). [...]
Saat membuat formulasi baru antiseptik multikomponen berdasarkan fenomena sinergi, tugas utamanya adalah memilih rasio optimal bahan penyusunnya. Formulasi antiseptik dengan peningkatan kinerja dan sifat lingkungan dibuat berdasarkan biotesting sesuai dengan metodologi Laboratorium Perlindungan Kayu TsNIIMOD yang dijelaskan di atas (1).[...]
Biotest dipahami sebagai penilaian (pengujian) dalam kondisi yang ditentukan secara ketat mengenai pengaruh suatu zat atau kompleks zat terhadap organisme akuatik dengan mencatat perubahan pada satu atau beberapa indikator biologis (atau fisiologis-biokimia) dari objek yang diteliti, dibandingkan. dengan kontrol. Organisme percobaan disebut benda uji (test organisme), dan proses pengujiannya disebut biotesting.[...]
Yang sangat informatif dalam pengkajian lingkungan ekosistem perairan adalah karakteristik keadaan dan perkembangan seluruh kelompok ekologi komunitas perairan. Saat mengidentifikasi zona darurat lingkungan dan bencana lingkungan, digunakan indikator bakterioplankton, fitoplankton, zooplankton, dan ichthyofauna. Penentuan derajat toksisitas air juga dilakukan berdasarkan biotesting, terutama pada krustasea tingkat rendah. Dalam hal ini, tingkat toksisitas massa air harus ditentukan pada semua fase utama siklus hidrologi. Parameter indikator yang diusulkan harus diamati di wilayah ini secara terus menerus dalam jangka waktu yang cukup lama dengan jangka waktu minimal 3 tahun.[...]
Data disediakan mengenai perubahan sifat fisikokimia cairan pengeboran dalam kondisi lubang bawah. Hal ini menunjukkan bahwa memprediksi toksisitas limbah pengeboran saat pengeboran sumur menjadi tidak mungkin. Berdasarkan contoh berbagai penelitian lingkungan terhadap limbah pengeboran, diketahui bahwa mata rantai yang paling rentan dalam ekosistem waduk perikanan adalah daphnia. Dalam hal ini, kelayakan penggunaan metode biotesting cairan pengeboran pada tahap pengembangan dan limbah pengeboran selama konstruksi sumur telah dibuktikan.[...]
Sementara itu, banyak kesulitan yang disebutkan di atas dapat diatasi jika metode biomonitoring dimasukkan ke dalam skema pengendalian lingkungan tradisional. Metode ini didasarkan pada pencatatan efek toksik total pada organisme uji khusus dari semua atau banyak komponen kontaminasi sekaligus dan, dengan demikian, memungkinkan penilaian yang cepat dan hemat biaya apakah sampel yang dianalisis terkontaminasi atau tidak. Setelah dilakukan prosedur biotesting dalam skala yang cukup besar namun berbiaya rendah, biayanya mahal analisis kimia Hanya sampel-sampel itu yang menimbulkan keraguan tentangnya keamanan lingkungan. Analisis bioindikasi kualitas lingkungan, berdasarkan penentuan keadaan organisme yang hidup di wilayah yang disurvei, memungkinkan untuk menilai dampak semua polutan terhadap mereka dalam jangka waktu yang lama, sehingga memungkinkan untuk memperoleh indikator tingkat yang integral. dari pencemaran lingkungan. Sayangnya, karena kurangnya pengembangan ilmiah, metodologi, teknis dan peraturan, metode biologis masih digunakan secara terbatas dalam sistem pemantauan lingkungan.[...]
Kriteria evaluasi indikatif. DI DALAM tahun terakhir b io indikasi telah tersebar luas dalam menilai kualitas air permukaan. Berdasarkan keadaan fungsional (perilaku) objek uji (krustasea - daphnia, alga - chlorella, ikan - guppy), hal ini memungkinkan Anda mengurutkan perairan menurut kelas kondisi (normal, risiko, krisis, bencana) dan, pada intinya, memberikan penilaian integral terhadap kualitasnya dan menentukan kemungkinan penggunaan air untuk keperluan minum. Faktor pembatas dalam penggunaan metode biotesting adalah lamanya waktu analisis (minimal 96 jam) dan kurangnya informasi tentang komposisi kimia air. Contoh penggunaan biotest untuk menentukan kualitas air diberikan pada Tabel. 21.[...]
Sebagai biotest, Anda dapat menggunakan bibit kacang polong dan buncis yang identik, yang dipilih dari batch setelah berkecambah. Untuk kacang polong, kedua kotiledon dipotong separuhnya sehingga memiliki alas yang rata. Kertas saring yang terletak di dasar gelas kimia berkapasitas 200-250 ml dibasahi dengan 5 ml larutan percobaan, diletakkan 5 buah kacang polong di bagian bawah, dan ditutup dengan tutup cawan petri. Setelah kacang polong tumbuh setinggi 5-7 cm atau lebih (sampai tutup gelas), diukur. Kontrol - kacang polong dalam air suling. Penghitungannya dilakukan dengan cara yang sama seperti pada saat biotesting untuk perkecambahan benih.[...]
Untuk mengetahui keadaan ekologi suatu badan air digunakan hasil pengamatan hidrobiologi yang memberikan informasi terlengkap. Bioindikasi pencemaran air mencakup serangkaian besar indikator yang mencakup tingkat trofik utama ekosistem perairan: fitoplankton, zooplankton, benthos, dan lain-lain. Pada saat yang sama, indikator sumatif (integral) yang dapat mencirikan tingkat keseluruhan pencemaran air oleh seluruh kompleks zat beracun dan, akibatnya, bahaya lingkungan perairan bagi organisme perairan adalah indikator gigitan (toksikologi). Analisis toksikologi yang tepat dilakukan dengan menggunakan teknik dan metode pengujian biotoksisitas.[...]
Kelompok metode ini juga harus mencakup pemantauan - pemantauan berkala atau terus menerus terhadap kondisi objek lingkungan dan kualitas lingkungan. Yang sangat penting secara praktis adalah pencatatan komposisi dan jumlah pengotor berbahaya dalam air, udara, tanah, dan tanaman di zona pencemaran antropogenik, serta studi tentang perpindahan polutan di berbagai lingkungan. Saat ini, teknologi pemantauan lingkungan berkembang pesat, menggunakan metode terkini analisis fisik dan kimia cepat, penginderaan jauh, telemetri dan pengolahan data komputer. Sarana penting pemantauan lingkungan, yang memungkinkan diperolehnya penilaian integral terhadap kualitas lingkungan, adalah bioindikasi dan biotesting - penggunaan organisme tertentu yang sangat sensitif terhadap perubahan lingkungan dan munculnya pengotor berbahaya di dalamnya untuk mengendalikan keadaan lingkungan. [...]
Variabilitas spasial (dalam luas 100x100 m) pencemaran serasah hutan dengan logam berat (Cu, Cd, Pb, Zn), keasaman dan fitotoksisitasnya (berdasarkan uji akar pada bibit dari sampel yang homogen secara genetik) dandelion officinalis) dinilai. Sampah dikumpulkan di tiga zona dengan tingkat kandungan racun berbeda di area yang terkena polusi polimetalik jangka panjang dari emisi pabrik peleburan tembaga di Ural Tengah. Penyebaran fitotoksisitas paling besar terjadi di daerah dengan tingkat polusi rata-rata, di mana terdapat nilai yang sangat tinggi dan sangat rendah, yang menyebabkan ketidaklinieran yang signifikan dalam ketergantungan dosis. Fitotoksisitas serasah terutama ditentukan oleh bentuk metabolisme logam. Antagonisme yang nyata antara logam berat dan keasaman ditemukan selama biotesting sampel dari area yang paling terkontaminasi.[...]
Dalam hal ini, hasil penelitian mengenai sejumlah isu utama penanganan bahan dan bahan yang aman dalam pengeboran menjadi menarik. Secara umum, zat yang digunakan dan diproduksi selama pengeboran dapat dibagi menjadi dua kategori - komersial ( produk industri) dan non-komersial (cairan proses pengeboran dan limbah proses pengeboran dan pengujian sumur). Perbedaan mendasar antara kategori zat ini adalah alasan bagus untuk mengambil pendekatan berbeda dalam menilai keramahan lingkungannya. Namun, di dokumen peraturan Di tingkat federal, kekhususan ini tidak diperhitungkan dan pendekatan terpadu untuk menilai bahaya lingkungan suatu zat disediakan dengan menentukan nilai konsentrasi maksimum yang diizinkan dalam komponen lingkungan alam. Terkait dengan zat nonkomersial, disarankan untuk beralih dari pengaturan kandungan suatu zat ke lingkungan menjadi pengaturan dampaknya. Masalah ini dapat diatasi melalui biotesting komprehensif terhadap zat non-komersial. Untuk mengembangkan metodologi penelitian tersebut, dilakukan kajian terhadap cairan bekas pengeboran dan serbuk bor dengan menggunakan berbagai benda uji, yang hasilnya disajikan dalam ulasan ini.
Sekarang mari kita beralih ke penyelesaian masalah pemilihan organisme uji yang sesuai. Dan pada saat yang sama kita akan mendapatkan gambarannya toksisitas umum air di akuarium.
Ternyata Anda bisa menilai keseluruhan toksisitas air di akuarium hanya dengan mengamati siput.
Ini sendiri adalah ide yang sangat sederhana dan bukan ide yang buruk - masukkan organisme yang hidup di air ke dalam sampel uji dan lihat apa yang terjadi padanya. Lalu putuskan apakah air ini baik atau buruk? Untuk mengimplementasikan ide tersebut berarti melakukan biotest. Hanya ada 2 pertanyaan tersisa untuk dijawab:
1. Jenis organisme apa (
itu akan disebut organisme uji)
memilih?
2. Apa yang sebenarnya harus terjadi padanya, atau atas dasar fenomena apa kita bisa menilai? toksisitas ?
Namun, jika landasan teori biotesting bukan menjadi perhatian Anda, dan Anda hanya ingin mengetahui cara menentukan toksisitas air dengan menggunakan siput ampullaria, maka Anda dapat melewati beberapa materi di bawah ini dan langsung menuju ke.
Tes tubuh mana yang harus dipilih?
Sampai saat ini, sejumlah organisme uji. (Organisme uji adalah makhluk malang yang reaksinya kita akan menilai toksisitas air). Biotest yang ketat telah dikembangkan, diterima secara resmi oleh Kementerian Sumber Daya Alam Federasi Rusia. Organisme uji yang paling populer adalah daphnia dan ciliata. Tes ini didasarkan pada penilaian kuantitatif terhadap angka kematian mereka. Berdasarkan jumlah kematian, diambil kesimpulan tentang toksisitas. Tampaknya semua ini jelas, mudah dan sederhana, tetapi dalam praktiknya ternyata tidak terlalu informatif. Jika subjek uji mati, maka jelas air tersebut mempunyai efek toksik, namun adakah perbedaan derajat toksisitas bila dalam satu kasus?, Misalnya, 40% daphnia mati, dan 60% lainnya? Tampaknya jika 60% airnya lebih beracun, namun 40% adalah angka yang cukup besar. Mungkin kelompok organisme uji tidak terlalu homogen dalam hal ketahanan individu terhadap efek berbahaya, sehingga terdapat perbedaan persentase kematian, tetapi toksisitas sampelnya sama?
DI DALAM pertanyaan Umum keandalan statistik dari hasil biotesting segera terlihat. Percaya atau tidak percaya hasil biotesting sangat bergantung pada kebenaran statistik eksperimen tersebut. Tapi tidak hanya. Pada tingkat yang sama, banyak hal bergantung pada pilihan organisme uji itu sendiri, sebagai spesies biologis. Di sini kita tidak bisa tidak memperhitungkan kekhasan biologi dan fisiologinya. Mari kita ambil daphnia yang sama lagi. Di mana dia tinggal di alam? Sejujurnya, tidak di perairan yang sangat bersih. Petani ikan akuarium pergi menangkapnya di tangki pengendapan instalasi pengolahan air. Ikan discus (dan bukan hanya mereka) tidak akan hidup di air seperti itu, dan kita tidak akan minum air seperti itu - kita tidak akan menyukai bau dan rasanya. Tapi daphnia tinggal di sana dan berkembang biak dengan cepat, seperti halnya ciliata. Jadi mungkinkah, berdasarkan reaksi mereka, menilai toksisitas air dalam kaitannya dengan Anda dan saya (yaitu manusia) dan ikan akuarium? Saya sangat curiga bahwa hal ini masih mustahil, tidak peduli berapa banyak penulis yang mencoba membuktikan sebaliknya. Saya tidak akan menggali lebih jauh ke dalam hutan perselisihan ilmiah dan ilmiah seputar biotesting, tetapi saya akan mulai menjelaskan organisme uji yang akan kita gunakan dalam biotest.
Jadi, kami akan mengevaluasi toksisitas air berdasarkan perilaku (terutama berdasarkanperilaku, bukan berdasarkan kematian) siput ampullaria. Anda dapat membaca sendiri tentang siput ini . Apa istimewanya ampularia? Ya, serangkaian fitur penting!
1. Siput ampullaria bersifat termofilik dan memiliki tingkat metabolisme yang tinggi.
Pada suhu air 25-30°C, reaksi biokimia dalam tubuh ampul berlangsung sangat cepat. Mereka makan banyak, banyak buang air besar, dan tumbuh subur. Artinya, keberadaan zat beracun di dalam air akan cepat mempengaruhi proses metabolisme dalam tubuhnya dan hal ini akan terlihat. Bagaimanapun, inti dari tindakan zat beracun adalah bahwa mereka mengganggu jalannya reaksi biokimia yang normal. Efek racun dapat dideteksi dengan cepat. Kata “cepat” berarti jangka waktu dari beberapa jam hingga dua hari.
 |
Foto 1. Berikut adalah siput ampullaria muda. Mereka bagus sebagai organisme uji karena metabolismenya yang intensif. Foto itu dengan jelas menunjukkan tesis ini. Panah menunjukkan pertumbuhan mantel yang melampaui tepi cangkang. Mungkin mereka meningkatkan area kontak mantel dengan air dan memfasilitasi pernapasan kulit. Atau mungkin hal ini ada hubungannya dengan pesatnya pertumbuhan tepi cangkang. Bagaimanapun, ketika tonjolan ini terlihat jelas pada siput muda, ukuran siput akan bertambah dengan sangat cepat. |
2. Sensitivitas tinggi dan sekaligus ketahanan ampularia terhadap efek toksik.
Ampul memiliki dua kualitas yang penting bagi organisme uji. Merekapekaterhadap aksi zat beracun (saya jelaskan alasannya di paragraf di atas), dan pada saat yang samatahan(tahan) terhadap mereka (hanya garam tembaga yang dapat membunuh mereka bahkan dalam konsentrasi rendah). Tahan - ini berarti mereka tidak langsung mati. Ngomong-ngomong, inilah mengapa mereka sangat ahli dalam hal ini memulai akuarium sebagai “hewan pionir”. Dengan efek toksik pada tubuh, mereka mulai makan lebih sedikit, merangkak lebih lambat, membutuhkan lebih banyak atau, sebaliknya, lebih sedikit oksigen, dan mengunci diri di dalam cangkang dengan penutup, melindungi dari efek berbahaya dari air kotor. Artinya, perilaku bekicot yang keracunan berbeda dengan perilaku bekicot normal. Siput mengaktifkan semua mekanisme pertahanannya, merespons dengan reaksi stres terhadap keberadaan zat beracun di dalam air dan tetap hidup untuk waktu yang lama, atau bahkan beradaptasi dengan keberadaan racun yang terus-menerus di dalam air (lihat jugatoksisitas ). Semua ini dapat dicatat dan berdasarkan reaksi perilaku ini, toksisitas dapat dinilai. Nah, ketika bekicot benar-benar sakit (hal ini terjadi jika konsentrasi maksimum yang diperbolehkan di dalam air adalah 20-100 kali atau bahkan lebih), mereka akan mati. Dengan demikian, gangguan perilaku ampularia dapat dideteksi bahkan pada tingkat zat beracun yang sangat rendah di dalam air (kira-kira 0,01-0,1 dari konsentrasi maksimum yang diizinkan), dan siput ini mati hanya setelah overdosis berulang kali. Ini berarti bahwa bioassay yang menggunakan bahan-bahan tersebut akan bekerja pada rentang toksisitas yang sangat luas. Pentingnya keadaan ini dapat diilustrasikan dengan contoh berikut. Kerugian utama Tes Daphnia adalah rentang yang sangat sempit. Mereka hidup tanpa penyimpangan nyata dari norma bahkan pada konsentrasi zat beracun yang signifikan (beberapa konsentrasi maksimum yang diizinkan, yang tertulis di dalamnya artikel pertama tentang biotesting ), tanpa mendeteksinya, tetapi segera mati dengan sedikit peningkatan konsentrasinya.
3. Organisasi ampulla tingkat tinggi.
Ampuria adalah makhluk yang agak kompleks (tidak seperti, misalnya, ciliate). Mereka memiliki sistem anatomi dan fisiologis yang hampir sama dengan Anda dan saya: saraf, motorik, pencernaan, ekskresi, pernapasan, reproduksi, humoral (sistem pengaturan hormonal fungsi tubuh). Tubuh mereka, sebagai respons terhadap berbagai pengaruh eksternal yang berbahaya, merespons dengan reaksi stres nonspesifik yang melibatkan semua sistem. Berdasarkan reaksi ini, seseorang dapat menilai toksisitas air secara umum, yang tidak ditentukan oleh satu zat beracun saja, namun oleh pengaruh total dari banyak polutan yang ada di dalam air.
4. Perilaku ampularia mencakup berbagai reaksi perilaku.
Seperti yang sudah saya tulis, perilaku ampularia cukup beragam. Hal ini memungkinkan untuk menilai toksisitas habitat mereka dengan penyimpangan reaksi perilaku dari norma.
|
Video tidak terlihat, kemungkinan besar browser Anda tidak mendukung video HTML5 |
Ampullaria memiliki paru-paru dan insang. Di dalam air, yang kemampuan oksidasinya rendah, terdapat banyak oksigen dan siput bernafas terutama menggunakan insang. Mereka jarang muncul ke permukaan untuk ventilasi paru-paru - tidak lebih dari sekali setiap 5-10 menit, atau bahkan lebih jarang, sambil mempertahankan aktivitas motorik yang tinggi. DI DALAM kondisi bagus Ampullaria cukup mobile dan benar-benar dapat “terbang” di sekitar akuarium, terutama jika mereka lapar. Jika moluska berada di lingkungan beracun, tubuhnya meresponsnya dengan reaksi stres umum. Pada jam-jam pertama, kebutuhan oksigen bekicot meningkat tajam. Dia semakin mulai naik ke permukaan untuk mencari udara segar. Kadang-kadang interval antara “ventilasi” paru-paru individu mulai hanya beberapa puluh detik. Dalam beberapa kasus, moluska tetap berada di permukaan dengan siphon terbuka. Dan aktivitas motorik siput menurun drastis: ia merangkak lebih sedikit dan merangkak lebih lambat dari biasanya. Gejala seperti itu terlihat, misalnya ketika surfaktan (deterjen) masuk ke dalam air.
Tidakkah berbahaya bagi seorang aquarist untuk secara berkala melihat lebih dekat bagaimana keadaan pernapasan dan aktivitas motorik ampulanya? Jika setelah mengganti air di akuarium, aktivitas pernapasan tiba-tiba meningkat tajam, maka ada alasan untuk khawatir dan mengukur kandungan di dalam air. amonia dan nitrit . Zat tersebut juga dapat menyebabkan peningkatan aktivitas pernapasan. Atau mungkin Anda ingat bahwa Anda mencuci gua dengan sabun, lalu tidak membilasnya hingga bersih di bawah aliran air yang deras?
Dengan paparan racun yang terus menerus, metabolisme siput mulai melambat. Dia merangkak sangat sedikit atau sangat lambat, tubuhnya hampir sepenuhnya ditarik ke dalam cangkang dan dia tidak memberikan ventilasi pada paru-parunya selama berjam-jam - pengamatan seperti itu seharusnya menimbulkan perhatian khusus bagi aquarist. Dalam kasus yang paling parah, siput berbaring di dasar atau berenang di dekat permukaan dengan cangkang tertutup. Untuk isolasi yang lebih baik dari efek racun lingkungan luar, siput dapat mengeluarkan lendir dalam jumlah yang cukup banyak, yang menyekat celah antara cangkang dan tutupnya. Saat kerang mati, tutupnya terbuka sedikit dan badan kerang terjatuh. Ini menyesatkan bagi aquarists yang tidak berpengalaman. Mereka mengira siput masih hidup. Faktanya, siput yang cangkangnya tertutup rapat lebih mungkin masih hidup dibandingkan siput yang cangkangnya sedikit terbuka.
Jika Anda memberi makan ikan dengan makanan terapung, maka siput, tentu saja, jika mereka merasa sehat, ingin mengambil bagian dalam pesta umum. Mereka mengumpulkan makanan terapung menggunakan corong yang ditunjukkan di atas. Namun jika ampularia dengan keras kepala naik ke permukaan dan membentuk corong, meskipun tidak ada makanan, hal ini akan mengingatkan Anda. Biasanya, hal ini menunjukkan bahwa kandungan zat organik terlarut di dalam air terlalu tinggi, yang dirasakan siput melalui penciuman dan rasa (reseptor yang sesuai terletak di antena dan tentakel labial). Mencium bau makanan yang posisinya tidak mungkin dilokalisasi (baunya ada dimana-mana), ampullaria memang percaya bahwa mereka berserakan di permukaan air dan merangkak membuat corong untuk mengumpulkannya.
Anda harus memperhatikan ciri perilaku siput ini saat menguji air sumur negara. Kandungan organik yang tinggi di dalamnya bukanlah hal yang aneh. Begitu berada di dalam air tersebut, siput berkumpul di dekat permukaan dan melipat kakinya menjadi corong. Jelas sekali bahwa air yang diuji tidak terlalu bagus. Di akuarium, dengan bantuan reaksi perilaku ini, siput mengumpulkan lapisan bakteri dan sisa makanan dari permukaan air. Ini adalah kegiatan yang sangat bermanfaat. Namun tanyakan pada diri Anda, mengapa film ini tetap muncul kembali? Mungkin kamu berlebihan memberi makan ikan , atau tidak cukup filtrasi dengan aerasi?
Saya berbicara tentang dua reaksi perilaku ampullaria yang memungkinkan kita menarik beberapa kesimpulan mengenai kualitas air. Tapi ini bukan biotesting. Biotest adalah percobaan yang telah direncanakan sebelumnya yang dilakukan sesuai dengan peraturan yang dikembangkan untuk metode biotesting tertentu, yang memungkinkan seseorang memperoleh hasil yang dapat diandalkan secara statistik. Cara ini akan dibahas nanti. Namun saya menyebutkan reaksi perilaku ini karena suatu alasan. Secara praktis, mereka sendiri cukup informatif. Selain itu, siput sering kali mendemonstrasikannya, dan seiring dengan kemajuan biotes, akan berguna bagi pelaku eksperimen untuk memahami apa yang terjadi.
Dan di akhir materi ini, mari kita bahas satu lagi fitur ampul. Seperti yang sudah saya katakan, siput muda membangun cangkangnya dengan sangat cepat. Proses ini terganggu oleh efek racun yang kuat dari air. Mari kita lihat foto di awal artikel. Cangkang siput malang ini dipotong dengan celah memanjang yang dalam. Ini adalah kelainan pembentukan cangkang yang sangat khas. Jika siput Anda mengalami hal yang sama, ketahuilah bahwa hidup di akuarium Anda sangat-sangat sulit. Dampak negatif lingkungan terhadap tubuh sedemikian rupa sehingga tidak dapat lagi dikompensasi oleh reaksi pertahanan tubuh dan berujung pada kelainan morfologi. Berkat daya tahannya yang tinggi, ampularia tetap hidup, namun hal ini tidak mudah dilakukan. Di akuarium tempat hidup siput dengan cangkang seperti itu, kematian ikan yang “tidak masuk akal” sering kali diamati. Selain itu ikan juga sering sakit.
Jika Anda memperbaiki kondisi kehidupan di akuarium tepat waktu (bila jarak memanjang tidak terlalu besar): jangan gunakan obat yang mengandung tembaga dan formaldehida untuk alasan apa pun, atau bahkan tanpa alasan, lakukan biofiltrasi dan ganti air lebih sering. , maka ampularia berhasil mengembalikan keutuhan cangkang. Namun bekas luka itu akan tetap ada selamanya sebagai kenangan akan masa-masa sulit yang pernah dialami.
Anda dapat membaca lebih lanjut tentang teknik biotesting spesifik di artikel Biotesting di rumah, bagian II (metode biotest).
Vladimir Kovalev
Diperbarui 11/04/2017
Dsos PV R 005-95
Dokumen ini dikembangkan oleh tim penulis yang terdiri dari: Rakhmanin Yu.A., Cheskis A.B. (manajer pengembangan), Eskov A.P., Kiryanova L.A., Mikhailova R.I., Plitman S.I., Rogovets A.I., Tulakina N.V., Rusanova N.A., Doneryan L.G., Pozharov A.V.
Lampiran menggunakan materi dari Panduan Metodologi Biotesting Air RD 118-02-90* dan dokumen metodologi tentang penggunaan perangkat BIOTESTER, serta “Metode pemantauan toksisitas alat kesehatan sekali pakai yang disterilkan dengan radiasi atau gas. metode” (Departemen Kesehatan Uni Soviet, 1991. ).
________________
* Dokumen yang disebutkan selanjutnya dalam teks tidak direproduksi. Untuk informasi lebih lanjut silakan ikuti tautannya
Disampaikan oleh : Panitia Teknis Standardisasi TK-343 “Kualitas Air”
Diperkenalkan oleh: Departemen Standardisasi dan Sertifikasi Pangan, Industri Ringan dan Produksi Pertanian Standar Negara Rusia
Disetujui oleh: Wakil Ketua Standar Negara Rusia pada 12 Oktober 1995 untuk publikasi dan distribusi sebagai manual referensi metodologis.
Terdaftar: Badan pusat sertifikasi air minum, bahan, proses teknologi dan peralatan yang digunakan dalam penyediaan air rumah tangga dan air minum N TsOS PV R 005-95
KETENTUAN UMUM
KETENTUAN UMUM
Dalam konteks polusi antropogenik yang terus meningkat pada sumber pasokan air, memastikan keamanan dan tidak berbahayanya air minum yang dipasok kepada penduduk oleh perusahaan penyedia air sangat bergantung pada kelengkapan, keandalan, dan efisiensi pengendalian kualitas air di semua bagian teknologi dari sistem: di lokasi pengendalian badan air, di titik pengambilan air, wadah air bersih setelah dimurnikan dan didesinfeksi, di jaringan distribusi penyediaan air konsumen. Pada saat yang sama, jumlah parameter kualitas yang distandarisasi dan dikendalikan, yang bersama-sama menentukan keamanan dan tidak berbahayanya air, meningkat lebih dari dua kali lipat selama dekade terakhir dan, sesuai dengan rekomendasi Organisasi Kesehatan Dunia (WHO), mencakup lebih banyak parameter kualitas air. dari 100 standar. Toksisitas yang tinggi dan, oleh karena itu, rendahnya nilai konsentrasi maksimum yang diizinkan (MAC) untuk sejumlah logam berat dan sebagian besar racun organik secara signifikan mempersulit prosedur pengendalian bahan kimia analitik, memerlukan waktu yang lama dan biaya bahan yang sangat signifikan untuk melakukan pemantauan yang komprehensif. kualitas air. Selain itu, bahkan analisis lengkap kualitas air untuk semua indikator individual yang ditetapkan dalam dokumen peraturan tidak memungkinkan untuk menentukan dampak kompleksnya terhadap tubuh manusia, dan penerapan sistem untuk menjumlahkan konsentrasi relatif tidak sepenuhnya mencerminkan mekanismenya. dampak kumulatif racun terhadap tingkat bahaya air yang dikonsumsi manusia.
Dalam hal ini, bersama dengan metode tradisional untuk memantau kualitas air dalam sistem pasokan air minum domestik, metode pengujian biologis dapat digunakan, berdasarkan penilaian tingkat bahaya air dari sumber pasokan air dan air minum berdasarkan reaksi makhluk hidup yang disiapkan secara khusus. organisme - benda uji.
Keunikan informasi yang diperoleh dengan menggunakan metode biotesting adalah sifat integral dari persepsi dan refleksi dari semua efek toksik yang disebabkan oleh totalitas racun yang terkandung dalam air dan faktor kompleks dari keberadaan gabungannya.
Pada saat yang sama, penggunaan berbagai metode biotesting harus dibatasi pada kondisi tertentu mengenai tujuan pengendalian, lokasi pengambilan sampel air, tingkat efisiensi, dll., tergantung pada karakteristik spesifik dari masing-masing metode tertentu. Berbagai biotes dapat digunakan secara kompleks, saling melengkapi satu sama lain dalam sensitivitas terhadap berbagai kelompok racun.
Dalam semua kasus, penggunaan metode biotesting tidak dapat menggantikan pengendalian fisik dan kimia analitis yang ditetapkan oleh dokumen peraturan saat ini, namun biotest dapat secara signifikan melengkapi hasilnya dengan menilai efek kompleks racun yang terkandung dalam air, meningkatkan efisiensi dalam mendeteksi tingkat kontaminasi yang berbahaya. pasokan air minum untuk mengambil tindakan darurat untuk memperkenalkan kapasitas pemurnian cadangan atau memperingatkan konsumen, dan juga, dalam beberapa kasus, memungkinkan peningkatan frekuensi pengambilan sampel untuk pengendalian fisik dan kimia dan, dengan demikian, mengurangi biaya pengendalian sambil mempertahankan indikator stabil dari air minum. tingkat keamanan sumber air di sumber pasokan air, dikonfirmasi oleh biotest.
Dokumen ini menetapkan pedoman umum untuk penggunaan berbagai metode biotesting dalam sistem pasokan air minum terpusat untuk memecahkan masalah khusus dalam memantau kualitas air di sumber pasokan air dan air murni yang dipasok ke konsumen dalam kombinasi dengan metode pengendalian fisik dan kimia tradisional.
Rekomendasi metodologis ini dimaksudkan untuk digunakan oleh perusahaan penyediaan air dan sanitasi untuk meningkatkan sistem pengendalian kualitas air, meningkatkan keandalan dan efisiensinya, dan juga dapat digunakan oleh Komite Negara untuk Pengawasan Sanitasi dan Epidemiologi Rusia ketika melakukan fungsi pengawasan atas air. kualitas air dari sumber pasokan air dan kualitas air minum untuk meningkatkan keandalan penilaian keamanan ( tidak berbahaya) air yang dikendalikan sehubungan dengan efek kompleks racun yang terkandung di dalamnya.
KARAKTERISTIK METODE BIO-TESTING YANG DIGUNAKAN UNTUK MENGENDALIKAN KUALITAS AIR PADA SISTEM PENYEDIAAN AIR DOMESTIK
Karakteristik utama metode biotesting yang menentukan tujuan dan kondisinya kemungkinan penggunaan dalam sistem penyediaan air rumah tangga dan air minum adalah:
- jenis benda uji;
- parameter terkontrol dari benda uji (reaksi uji);
- prosedur untuk mengukur reaksi uji;
- standar penilaian untuk menentukan derajat bahaya lingkungan terkendali (air) bagi manusia berdasarkan parameter reaksi uji yang diukur.
Sebagai benda uji di metode modern Biotesting untuk mengontrol keamanan (tidak berbahaya) air dapat menggunakan ikan, krustasea (daphnia, dll), ciliata, organisme embrio, alga, enzim, bakteri, dll.
Persyaratan utama benda uji adalah ketersediaannya, kesederhanaan dan kemudahan budidaya atau penyimpanan untuk digunakan, serta kepekaan yang cukup terhadap racun yang terkandung dalam air yang berbahaya bagi manusia.
Reaksi uji suatu benda uji bila terkena zat beracun atau faktor lingkungan merugikan lainnya dapat dinyatakan dalam kematian benda uji (kelangsungan hidup), penurunan intensitas reproduksi, penurunan mobilitas atau ciri-ciri perilaku lain yang khas dari suatu pengujian. objek, serta dalam menekan proses biokimia tertentu yang terjadi dalam sel dan sistem enzim.
Persyaratan utama untuk reaksi uji ketika memilih metode biotesting untuk penggunaan praktis adalah adanya ketergantungan yang jelas dari penyimpangan yang dicatat dari norma pada konsentrasi racun dalam air, serta kemungkinan mengamati dan mencatat nilai kuantitatif dari uji reaksi dengan akurasi dan keandalan yang diperlukan saat menggunakan sarana kontrol yang tersedia.
Persyaratan utama prosedur pengukuran reaksi uji saat menggunakan metode biotesting untuk mengendalikan kualitas air dalam sistem pasokan air adalah kemampuan untuk memperoleh “respons” yang diperlukan terhadap munculnya racun berbahaya di dalam air dalam waktu sesingkat mungkin. Hal ini, sebagai suatu peraturan, memerlukan penggunaan perangkat pemantauan khusus dengan elemen otomatisasi yang memastikan konversi reaksi pengujian yang direkam menjadi nilai standar untuk karakteristik toksisitas air.
Metode biotesting, dimana prosedur pengukuran reaksi uji dirancang untuk jangka waktu pengamatan yang lama, mungkin menemukan penerapan yang terbatas pada tahap inspeksi dan pemilihan sumber pasokan air untuk keperluan rumah tangga dan minum atau ketika memantau sumber pasokan air yang diketahui stabil. kualitas air.
Standar evaluasi ketika menggunakan metode biotesting harus memungkinkan, berdasarkan hasil pengukuran yang diperoleh, untuk menarik kesimpulan tentang tingkat bahaya air dan mengambil, jika standar bahaya (toksisitas) air yang diizinkan terlampaui, tindakan yang diperlukan untuk mencegah kemungkinan ancaman terhadap kesehatan penduduk yang mengkonsumsi air minum dari sistem pasokan air tertentu.
Saat ini, dokumen peraturan saat ini tidak memuat nilai standar yang disetujui dari efek toksik kompleks maksimum yang diizinkan yang diukur menggunakan metode biotesting.
Dalam hal ini, untuk setiap metode biotesting tertentu, sebagai hasil studi khusus, korelasi dibuat antara nilai tercatat dari reaksi uji dengan kemungkinan efek toksik pada hewan berdarah panas atau dengan konsentrasi racun tertentu, dan atas dasar ini. nilai perkiraan tertentu dari tingkat toksisitas (bahaya) air yang dikendalikan diperkenalkan, tergantung pada hasil pengukuran yang tercatat selama biotesting.
Perlu diingat bahwa nilai perkiraan ini bukan merupakan kriteria bahaya atau keamanan air bila digunakan manusia untuk keperluan minum dalam jangka waktu yang lama; mereka hanya dapat menunjukkan kemungkinan ada atau tidaknya konsentrasi berbahaya kontaminan beracun di dalam air, yang harus dikonfirmasi oleh hasil pengendalian kimia yang tepat, atas dasar itu, dengan mempertimbangkan konsentrasi maksimum yang diizinkan saat ini, suatu kesimpulan dibuat tentang kesesuaian air minum dengan persyaratan yang ditetapkan dan kesesuaiannya untuk digunakan manusia.
Pada saat yang sama, sebagai perbandingan, ketika menilai, misalnya, berbagai teknologi pemurnian air yang memastikan kepatuhannya terhadap persyaratan peraturan untuk jenis racun tertentu, preferensi harus diberikan pada metode yang memberikan tingkat keamanan yang lebih tinggi, ditentukan oleh biotesting. metode.
Tabel 1 menunjukkan karakteristik utama metode biotesting yang direkomendasikan untuk digunakan dalam pemantauan kualitas air di sistem pasokan air rumah tangga dan air minum. Deskripsi metode diberikan dalam lampiran referensi, yang penomorannya sesuai dengan jumlah benda uji pada Tabel 1.
Tabel 1
|
Benda uji |
Reaksi uji |
Metode untuk mengukur reaksi uji |
Standar (indeks toksisitas) |
|
1. Benda uji seluler (berbutir |
Perubahan indikator mobilitas suatu benda uji |
Menghitung jumlah fluktuasi intensitas radiasi hamburan yang disebabkan oleh lewatnya suatu benda uji melalui probe optik menggunakan sistem kendali otomatis |
Nilai indeks toksisitas yang dapat diterima (rasio nilai yang ditentukan yang mencirikan mobilitas benda uji dalam larutan pengujian dan kontrol): % |
|
2. Paramecium ciliate |
Reaksi kemotaksis - jumlah ciliata yang bergerak terarah |
Pengukuran dengan perangkat seri "Biotester" (misalnya, "Biotester-2"), yang menyediakan registrasi reaksi uji dengan keluaran data dalam unit toksisitas konvensional. |
Nilai indeks toksisitas yang dapat diterima (tingkat pencemaran yang diizinkan): ; tingkat polusi yang tinggi: |
|
3. Ciliata tetrahymena- |
Perubahan intensitas kelangsungan hidup dan reproduksi |
Penilaian visual (penghitungan) di bawah mikroskop terhadap jumlah benda uji pada selang waktu tertentu (15 menit, 1 jam, 6 jam, 24 jam, 48 jam). |
Efek toksik akut - kematian 100% ciliate dalam waktu 6 jam. Efek toksik kronis dengan koefisien toksisitas (pengurangan jumlah benda uji dibandingkan kontrol selama 48 jam.) dan |
|
4. Strain bakteri E-collie |
Perubahan tingkat aktivitas dehidrogenase mikroorganisme (penekanan enzim aktif) |
Penentuan waktu perubahan warna metilen biru sebagai indikator tidak langsung aktivitas enzim dehidrogenase. |
Tanda kurangnya toksisitas adalah penyimpangan waktu perubahan warna dari sampel kontrol kurang dari 15%. |
|
5. Crustacea- |
Perubahan tingkat kelangsungan hidup dan kesuburan |
Penilaian visual (penghitungan) jumlah benda uji pada interval tertentu dibandingkan dengan sampel kontrol. |
Efek toksik akut - kematian lebih dari 50% krustasea dalam 96 jam. Efek toksik kronis - penurunan yang signifikan dibandingkan objek uji kontrol dalam waktu 20 hari. |
|
6. Alga (scenedesmus, chlorella) |
Mengurangi intensitas reproduksi (pertumbuhan sel alga) |
Penilaian visual (penghitungan) peningkatan jumlah sel dibandingkan dengan eksperimen kontrol. |
Indikator efek toksik adalah penurunan laju pertambahan jumlah sel yang signifikan dibandingkan kontrol setelah 96 jam (efek toksik akut) dan setelah 14 hari (efek toksik kronis) |
|
7.Ikan (guppies, ikan zebra) |
Penurunan tingkat kelangsungan hidup |
Penilaian visual (penghitungan) rata-rata jumlah benda uji yang bertahan di air uji dibandingkan dengan eksperimen kontrol |
Efek toksik akut - kematian 50% atau lebih ikan dalam 96 jam. Efek toksik kronis - penurunan kelangsungan hidup ikan yang signifikan setelah 30 hari dibandingkan dengan percobaan kontrol |
Selain yang tercantum dalam Tabel 1, metode khusus juga ditemukan dalam penerapan praktis untuk menilai kualitas air dalam sistem pasokan air domestik dan air minum, khususnya, untuk menentukan aktivitas mutagenik total menggunakan sistem uji biologis setelah persiapan yang tepat. Saat menganalisis air minum, persiapan tersebut meliputi operasi ekstraksi, konsentrasi dan sterilisasi. Untuk menilai potensi mutagenik dari ekstrak yang diperoleh, uji Ames (salmonella/mikrosom) dan uji induksi kelainan sitogenetik (penyimpangan kromosom, mikronuklei, pertukaran kromatid saudara) paling sering digunakan. Penjelasan tentang prosedur ini terdapat dalam “Pedoman penilaian eksperimental aktivitas mutagenik total polusi udara dan air” (Kementerian Kesehatan Uni Soviet, M., 1990). Kompleksitas penerapan metode ini memungkinkan untuk digunakan di laboratorium lembaga penelitian khusus yang memiliki peralatan yang diperlukan dan personel yang berkualifikasi.
Secara khusus, penelitian ini dilakukan secara sistematis di Institut Penelitian Ekologi Manusia dan Kebersihan Lingkungan A.N.Sysin dari Akademi Ilmu Kedokteran Rusia.
ATURAN UMUM PENERAPAN METODE BIO-TESTING UNTUK PENGENDALIAN KUALITAS AIR PADA SISTEM PENYEDIAAN AIR DOMESTIK TERSENTRALISASI
Pengendalian kualitas air dalam sistem penyediaan air minum terpusat mencakup pemilihan dan analisis sampel air dalam elemen utama skema teknologi berikut:
- di sumber pasokan air sebelum pengambilan air;
- pada tahap peralihan dari proses pengolahan air (kontrol teknologi);
- dalam wadah berisi air bersih dan (atau) dari pipa sebelum dialirkan ke jaringan distribusi air;
- dalam jaringan penyediaan air dari kolom distribusi atau keran
Selain itu, dalam sistem pasokan air besar, perusahaan penyedia air memantau sumber pasokan air permukaan dengan mengambil sampel di berbagai lokasi, biasanya di dalam zona perlindungan sanitasi.
Mempertimbangkan kekhususan metode biotesting yang terkait dengan sensitivitas sebagian besar objek uji terhadap disinfektan yang digunakan dalam proses pengolahan air, serta karakteristik metode biotesting individu dalam kaitannya dengan waktu perolehan hasil (kemungkinan pengendalian cepat) dan tingkat keserbagunaan dalam mengidentifikasi berbagai jenis racun pada Tabel 2 menguraikan rekomendasi penggunaan berbagai jenis biotes yang lebih disukai untuk memantau kualitas air di berbagai fasilitas dan berbagai titik kendali sistem pasokan air.
Meja 2
|
Objek kendali |
Pos pemeriksaan |
||
|
Air di sumber air |
Titik kontrol di dalam zona perlindungan sanitasi |
||
|
________________ |
|||
|
2. “Kontrol alarm” operasional yang berkelanjutan untuk mendeteksi secara tepat waktu atas kemunculan tiba-tiba konsentrasi bahan beracun yang berbahaya di sumber pasokan air, yang keberadaannya memerlukan penerapan tindakan khusus untuk pengendalian bahan kimia tambahan, pemurnian air dan (atau) peringatan bahaya. populasi. |
|||
|
3. Pemantauan berkala untuk mengetahui derajat bahaya air berdasarkan gabungan efek racun yang terkandung di dalamnya. |
|||
|
daerah pengambilan air |
4. "Kontrol alarm" otomatis operasional berkelanjutan |
||
|
5. Pemantauan berkala untuk memastikan kepatuhan sumber air dengan persyaratan keselamatan umum |
|||
|
Air minum |
tangki air bersih dan titik kontrol sebelum memasuki sistem distribusi |
6. Pemantauan berkala setelah deklorinasi terhadap efek toksik umum dari racun yang dapat terbentuk dalam proses pemurnian dan desinfeksi air (produk desinfeksi - senyawa organohalogen, dll.) |
|
|
alat pengambilan sampel air pada jaringan penyediaan air |
7. Pemantauan sampel air secara berkala untuk memastikan tidak adanya efek toksik pada air minum setelah melewati pipa sistem penyediaan air. |
||
|
Bahan yang digunakan dalam peralatan, produk dan proses |
8. Penegasan tidak adanya efek toksik akibat interaksi bahan dengan air untuk penerbitan izin penggunaan bahan (zat) di bidang penyediaan air minum |
||
Selain rekomendasi yang diuraikan dalam Tabel 2, kita harus mempertimbangkan beberapa fitur metode biotesting yang diuraikan di bawah ini, terkait dengan sensitivitasnya terhadap kelompok racun tertentu dan kemampuan untuk membandingkan hasil reaksi pengujian yang tercatat dengan data dari standar. metode pengendalian analitik kimia.
Untuk benda uji seluler (sperma banteng butiran), ketergantungan korelasi reaksi uji yang diukur pada tingkat parameter toksikometri ( - setengah dosis mematikan untuk tikus) dan konsentrasi berbagai racun organik (hidrokarbon terklorinasi, fenol, akrilamida, formaldehida, dll.), yang, khususnya, dapat masuk ke dalam air melalui kontak dengan bahan dan produk polimer. Nilai batas indeks toksisitas telah ditentukan dimana tidak ada reaksi hewan laboratorium terhadap kombinasi berbagai racun yang terdapat dalam air dalam konsentrasi tertentu. Atas dasar ini, metode penilaian ini disetujui oleh Kementerian Kesehatan Rusia bahan polimer, digunakan dalam teknologi medis. Sensitivitas benda uji terhadap logam berat (merkuri, timbal, kadmium) juga telah diketahui.
Untuk metode biotesting menggunakan ciliates, data telah ditetapkan yang mengkarakterisasi kandungan dan konsentrasi sejumlah komponen organik dan anorganik dalam air, di mana reaksi uji dicatat, yang mencerminkan efek toksik akut dari komponen-komponen ini. Atas dasar ini, metode ini dapat direkomendasikan, khususnya untuk pemantauan kualitas air di badan air (sumber pasokan air), yang mungkin mengandung senyawa logam beracun (merkuri, kromium, kadmium, nikel, tembaga, seng) dan senyawa organik (kloroform). , benzena, akrilamida, vinil asetat, metil metakrilat, dll.).
Saat menggunakan sistem enzim sebagai objek uji (penilaian penghambatan dehidrogenase), sensitivitas reaksi uji yang cukup tinggi terhadap adanya peningkatan konsentrasi ion logam berat (merkuri, timbal, tembaga, kadmium) dalam air, serta sejumlah senyawa organik (fenol, resorsinol, hidrokuinon, dll). Ciri khusus ketika menggunakan sistem pengujian enzim alih-alih organisme hidup adalah kurangnya sensitivitas terhadap racun pernafasan (sianida), karsinogen seperti benzopyrene, serta beberapa anion (nitrit, nitrat).
Penggunaan krustasea, ganggang dan ikan dalam sistem biotesting untuk menentukan efek racun akut dan kronis dari air yang dikendalikan dengan durasi percobaan yang sesuai mencirikan tingkat keseluruhan pencemaran air dengan komponen beracun dan adanya faktor-faktor buruk yang mempengaruhi fungsi vital organisme. . Berkenaan dengan sensitivitas terhadap racun individu, metode ini relatif kurang spesifik dibandingkan dengan penggunaan, misalnya, ciliate, namun reaksi pengujian yang tercatat dapat terjadi pada konsentrasi logam berat yang berbahaya (merkuri, kromium, dll.), fenol dan turunannya, pestisida tertentu yang sangat beracun dalam air, dll.
Ketika membandingkan sensitivitas metode biotesting dengan metode penentuan kimia analitik zat kimia individu dalam sampel air yang dikontrol, sebagai suatu peraturan, ketidakmungkinan mencatat reaksi uji pada konsentrasi polutan air yang rendah pada tingkat MPC, yang bersifat kuantitatif. ditentukan dengan metode kimia.
Pada kenyataannya, reaksi uji yang dicatat dengan keandalan yang diperlukan dengan adanya racun individu dalam air untuk metode biotesting standar dalam mode kontrol cepat diamati pada konsentrasi yang secara signifikan melebihi MPC.
Jadi, ketika menggunakan biotest dengan ciliata, efek toksik akut muncul pada konsentrasi nikel - 5 MPC, kromium dan kadmium - 10-20 MPC, kloroform - 50 MPC, benzena - 100 MPC, fenol - 500 MPC. Pengecualian adalah merkuri, yang efek toksik akutnya tercatat pada kandungan 1-2 MPC.
Namun, semua ini hanya berlaku untuk kasus pencemaran air oleh racun individu, dan keuntungan utama dari metode biotesting diwujudkan dalam pencatatan efek kumulatif dari racun yang ada dalam air, ketika ada penjumlahan dari faktor-faktor yang mempengaruhi yang secara signifikan mengurangi tingkat racun. deteksi racun individu. Pada saat yang sama, kemungkinan pengendalian cepat ketika menggunakan metode biotesting dengan instrumentasi yang tepat memungkinkan untuk mengidentifikasi secara tepat waktu terjadinya situasi darurat ketika polusi air tingkat tinggi secara tiba-tiba dengan bahan beracun berbahaya dapat menyebabkan kerusakan pada kesehatan masyarakat dalam waktu singkat ketika dikonsumsi. sejumlah kecil air.
Ringkasan data tentang organisasi yang mengembangkan metode biotesting ditunjukkan pada Tabel 1 dan 2, dan publikasi utama mengenai isu-isu ini, diberikan pada Tabel 3.
Tabel 3
|
Metode NN sesuai tabel 1 dan benda uji |
Organisasi Pengembangan dan Konsultasi |
Sumber sastra |
|
1 buah benda uji sel (butiran sperma banteng) |
Institut Penelitian dan Pengujian Teknologi Medis Seluruh Rusia (VNIIIIIMT), Moskow; JSC "BMK-INVEST", Moskow |
Metode cepat kuantitatif untuk menilai toksisitas air minum, air alami, dan air limbah industri menggunakan benda uji seluler. A.P. Eskov, R.I. Kayumov, Yu.S. Rotenberg Biotesting menggunakan suspensi sperma “Kesehatan Kerja dan Penyakit Akibat Kerja” No. 8, 1989 |
|
2 Paramecium ciliata |
JSC "Kvant", St |
Metodologi penentuan toksisitas sampel air menggunakan metode ekspres menggunakan perangkat Biotester, Lembaga Penelitian Kebersihan dan Patologi Kerja, Kementerian Kesehatan Uni Soviet, L-d 1991 A.V. Pozharov, Yu.A. Rakhmanin, S.A. Shelemotov. Aspek terapan dari biotesting air instrumental. “Kebersihan dan Sanitasi” 1994 |
|
3 Ciliata Tetrahymena periformis |
Lembaga Penelitian Ekologi Manusia dan Kebersihan Lingkungan dinamai A.N.Sysin (NIIECHiGOS), Moskow |
Metode biotesting air, Chernogolovka, 1988 |
|
4 strain bakteri E-colli (enzim dehidrogenase) |
Institut Penelitian Kebersihan Moskow dinamai F.F. Erisman (MNIIG), Moskow |
Konsentrasi maksimum zat berbahaya yang diizinkan di udara dan air. Manual Referensi, GIPH, L-d, 1972 |
|
5 Crustacea (Daphnia, Ceriodaphnia) |
VNIIVODGEO, Moskow; Institut Hidrokimia, Rostov; Institut Biologi perairan pedalaman RAS (IBVV), Dubna; GUAC, Kementerian Sumber Daya Alam Rusia, Moskow |
Manual metodologi untuk biotesting air RD 118-02-09* Komite Negara untuk Perlindungan Alam Uni Soviet, M., 1991 MS ISO 6341:1989 "Kualitas air. Penentuan penekanan motilitas Daphnia" |
|
6 Alga (scenedesmus, chlorella) |
Universitas Negeri Moskow, Moskow |
Pedoman metodologis untuk biotesting air RD 118-02-90 Komite Negara untuk Perlindungan Alam Uni Soviet, M., 1991 MS ISO 6341:1989 "Kualitas air - Uji penghambatan pertumbuhan alga air tawar" |
|
7 Ikan (guppy, ikan zebra) |
Lembaga Penelitian Perikanan Laut (VNIRO), Rostov; Universitas Negeri Moskow, Moskow |
Pedoman metodologis untuk biotesting air RD 118-02-09 Komite Negara untuk Perlindungan Alam Uni Soviet, M., 1991 M.N.Ilyin. Budidaya ikan akuarium, Moskow, penerbit Universitas Negeri Moskow, 1997 |
|
8 Salmonella (sistem uji biologis untuk menentukan aktivitas mutagenik) |
NIIECHIGOS dinamai A.N.Sysin, Moskow |
V.V. Sokolovsky, V.S. Zhukov, Yu.A. Rakhmanin, I.N. Ryzhova. Pedoman penilaian eksperimental aktivitas mutagenik total polusi udara dan air, Kementerian Kesehatan Uni Soviet, M., 1990; A.M. Fonshtein, S.K. Abilev et al.Metode deteksi utama aktivitas genetik polutan lingkungan menggunakan sistem uji bakteri; Instruksi metodis, M., 1985 |
LAMPIRAN 1 : BIO-TEST MENGGUNAKAN CELL TEST OBJECT (pelet semen banteng)
1. Prinsip metode
Prinsip metode ini didasarkan pada analisis ketergantungan indeks motilitas suspensi sperma terhadap waktu dan penentuan penekanan motilitasnya (pengurangan waktu rata-rata motilitas) di bawah pengaruh racun yang terkandung di dalamnya. air
Spermatozoa dapat berada di luar tubuh dalam media dengan komposisi sederhana hingga beberapa jam tanpa mengubah sifat fungsionalnya.
Tujuan utama sel germinal sebagai pembawa informasi keturunan adalah pembuahan sel telur. Kinerja fungsi ini ditentukan oleh kemampuannya untuk berpindah ke tempat pembuahan, sehingga motilitas menjadi indikator utama status fisiologis, biokimia dan morfologi sperma, yang ternyata sangat sensitif terhadap pengaruh. berbagai macam racun.
Penerapan metode dilakukan dengan menggunakan sistem analisis otomatis (seperangkat instrumen), yang memberikan penilaian perbandingan indeks mobilitas suspensi sperma dalam sampel air percobaan (pengujian) dan media kontrol, penentuan prosedur perhitungan dan penerbitan hasil dalam bentuk indeks toksisitas yang sesuai dari sampel air yang dinilai.
Indeks mobilitas () yang diperkirakan oleh sistem ditentukan sebagai fungsi dari konsentrasi sel yang bergerak dan modulus rata-rata kecepatannya
Dimana merupakan koefisien yang berhubungan dengan perancangan sistem pengukuran.
Indeks mobilitas dinilai dengan menghitung secara otomatis jumlah fluktuasi intensitas radiasi tersebar yang disebabkan oleh lewatnya sel melalui probe optik.
2. Benda uji
Sperma banteng digunakan sebagai benda uji. Sperma diperoleh di stasiun inseminasi buatan dalam bentuk butiran yang dibekukan dalam nitrogen cair. Jika dibekukan dalam labu Dewar yang berisi nitrogen cair, sperma dapat disimpan tanpa batas waktu.
Penambahan nitrogen (4-5 liter) dilakukan setiap 4-5 hari sekali.
Koefisien variasi konsentrasi sperma dalam butiran sperma tidak melebihi 10%, yang menjamin stabilitas dan reproduktifitas yang cukup dalam eksperimen yang menilai motilitasnya di lingkungan perairan yang terkendali.
3. Sistem analitis
Sistem analitik mencakup seperangkat instrumen, yang mencakup penganalisis toksisitas, unit persiapan sampel, dan komputer dengan printer, yang menyediakan penilaian otomatis terhadap reaksi uji terkontrol, pemrosesan hasil penilaian komparatif mobilitas, dan penerbitan data akhir. dalam bentuk cetakan yang sesuai.
Spesifikasi sistem:
- panjang gelombang radiasi laser - 0,63 mikron;
- kekuatan radiasi laser - tidak kurang dari 1 mW,
- waktu satu analisis - dari 10 hingga 300 detik dengan peningkatan 10 detik;
- waktu pergerakan kuvet (kapiler) dengan sampel - tidak lebih dari 2 detik;
- waktu pengembalian pengangkutan - tidak lebih dari 15 detik;
- suhu sampel dan sampel kerja - 35-45 °C;
- batas penyimpangan yang diizinkan dari suhu yang disetel - ±1,5 °C;
- volume kuvet (kapiler) dengan sampel terkontrol - 25 μl;
- tipe komputer IBM PC AT (dan model selanjutnya).
Diagram blok sistem ditunjukkan pada Gambar 1
Diagram blok kompleks
Gambar.1. Diagram blok sistem
1 - kapiler, 2 - gerbong, 3 - penggerak, 4 - unit termostat kapiler, 5 - laser, pelat pemisah 6 - berkas, 7 - lensa mikro, pelat pemisah 8 - berkas, 9 - layar, 10 - topeng, 11 - fotodioda, 12 - amplifier, 13 - pengontrol, 14 - komputer, 15 - printer, 16 - sampel dan unit persiapan sampel yang berfungsi
Desain sistem memberikan kemungkinan pengamatan visual terhadap benda uji sel dalam suspensi.
4. Peralatan bantu, bahan, reagen
Peralatan bantu, bahan dan reagen antara lain:
- satu set kuvet (kapiler) untuk menempatkan sampel terkontrol ke dalam sistem analitik;
- tabung reaksi dengan ground stopper sesuai dengan Gost 1770-74 dengan volume 3-5 ml - 40 pcs.;
- dispenser pipet dengan volume 0,2 ml dan 0,5 ml;
- labu takar dengan sumbat ground-in, volume 1000 ml - 2 pcs.;
- labu berbentuk kerucut dengan sumbat giling dengan volume 50 ml dan 100 ml - 10 pcs., volume 500 ml dan 1000 ml - 2 pcs.;
- timbangan batang torsi tipe VT-500;
- pinset anatomi;
- Wadah Dewar kapasitas 26,5 liter merk SDP-25 - 2 pcs;
- Wadah Dewar kapasitas 5 liter merk SDS-5 - 1 pc.;
- lemari pengering;
- kulkas rumah tangga;
- semen banteng dalam bentuk butiran, dibekukan pada suhu nitrogen cair;
- nitrogen cair;
- kristal natrium sitrat, tingkat kimia;
- glukosa kristal;
- etanol;
- air sulingan;
- bidistilat.
5. Syarat dan tata cara biotesting
5.1. Suhu media kerja selama biotesting harus dijaga dalam kisaran 40±1,5 °C. Hal ini dicapai dengan perangkat termostatik otomatis.
5.2. Pengujian
5.2.1. Nyalakan sistem analitik dengan menekan tombol sakelar “Jaringan” 30 menit sebelum pengujian dimulai. Dengan menggunakan komputer, kondisi pengujian ditetapkan: suhu, waktu satu analisis, jumlah kuvet (kapiler) dengan sampel. Informasi tentang pencapaian suhu yang diperlukan dan kesiapan sistem untuk beroperasi ditampilkan di layar.
5.2.2. Solusi eksperimental dan kontrol disiapkan. Media glukosa-sitrat dengan komposisi berikut digunakan sebagai larutan kontrol: glukosa - 4 g, natrium sitrat - 1 g, air suling - 100 ml. Media kontrol juga merupakan pengencer untuk mencairkan sperma beku. Isotonisitas larutan percobaan (uji) (sampel air) dicapai dengan menambahkan reagen kering: 4 g glukosa dan 1 g natrium sitrat per 100 ml air. Alih-alih air suling, sampel air “latar belakang” dari sumber dengan indikator komposisi kimia yang diketahui dan memenuhi persyaratan keselamatan dapat digunakan.
5.2.3. Masukkan 1 ml larutan kontrol dan larutan uji ke dalam tabung reaksi dan masukkan ke dalam termostat air untuk termostat pada suhu 40±1,5 °C.
5.2.4. Untuk mencairkan sperma beku, takar 0,5 ml pengencer ke dalam tabung reaksi (sesuai pasal 5.2.2) dan termostat pada suhu 40±1,5 °C. Dengan menggunakan pinset anatomi yang didinginkan, butiran sperma dikeluarkan dari labu Dewar dan segera dicelupkan ke dalam larutan yang dipanaskan. Setiap butiran dicairkan dalam tabung terpisah. Segera setelah sperma dicairkan, isi tabung dituangkan ke dalam satu tabung dan diaduk rata. Campuran termostat pada suhu 40±1,5 °C.
5.2.5. Sampel kerja untuk biotesting dalam sistem analitik disiapkan dengan menambahkan 0,2 ml suspensi sperma ke setiap tabung reaksi dengan kontrol dan larutan uji (sesuai dengan pasal 5.2.4).
5.2.6. Untuk melakukan analisis, sampel kerja dari tabung reaksi dengan larutan kontrol dan uji (sesuai dengan pasal 5.2.5) dipindahkan ke kapiler yang berfungsi sebagai kuvet dan ditutup dengan mencelupkan ujung kapiler secara bergantian ke dalam penangas parafin.
Kapiler dengan sampel yang berfungsi ditempatkan pada kereta dan dipasang di penggerak sistem analitik.
Dengan menggunakan komputer, kapiler diidentifikasi dan proses pengumpulan data eksperimen dimulai. Proses dilanjutkan hingga indeks mobilitas mencapai nilai nol di seluruh kapiler, setelah itu hasilnya diproses secara matematis dengan menggunakan algoritma yang diimplementasikan oleh program komputer sesuai dengan ketentuan metodologi yang diuraikan di bawah ini.
6. Pengolahan dan evaluasi hasil
6.1. Sebagai hasil percobaan, hubungan berikut dicatat dalam sistem untuk setiap sampel larutan biotest (sampel air uji dan kontrol):
dimana indikator mobilitas (menurut klaim 1),
- waktu
7.6.2. Untuk setiap ketergantungan yang ditunjukkan, nilai rata-rata tertimbang waktu mobilitas dihitung,
Dimana nilai ke-th dari indikator mobilitas,
- nomor penilaian indikator mobilitas saat ini.
6.3. Untuk sampel kontrol dan eksperimen, mean aritmatika dan deviasi standar dihitung, yang selanjutnya koefisien variasi dihitung untuk setiap sampel, sesuai dengan rumus:
Dimana simpangan bakunya,
- nilai rata-rata aritmatika
Jika koefisien variasi lebih dari 15% diperoleh untuk setidaknya satu sampel, percobaan diulangi. Jika nilai koefisien variasi setiap sampel kurang dari atau sama dengan 15%, maka hasil pengendalian dianggap dapat diandalkan.
6.4. Indeks toksisitas dihitung dengan menggunakan rumus:
Dimana dan merupakan nilai rata-rata aritmatika dari waktu mobilitas rata-rata tertimbang masing-masing untuk sampel eksperimen dan kontrol.
6.5. Kriteria tidak adanya efek toksik adalah nilainya berada pada kisaran nilai 70 hingga 130%.
LAMPIRAN 2: UJI BIO MENGGUNAKAN PARAMECIUM CILATES
1. Prinsip metode
Metode analisis biotest sampel air didasarkan pada kemampuan Paramecium caudatum - sandal ciliate (selanjutnya disebut ciliate) untuk menghindari zona yang tidak menguntungkan dan mengancam jiwa dan secara aktif bergerak sepanjang gradien konsentrasi bahan kimia ke zona yang menguntungkan (kemotaksis). reaksi). Teknik ini memungkinkan Anda dengan cepat menentukan toksisitas akut sampel air.
2. Ciri-ciri benda uji, budidaya dan penyiapan kultur untuk dianalisis
2.1. Paramecium caudatum, sandal ciliata, digunakan sebagai benda uji. Milik subkingdom protozoa (hewan uniseluler) - Protozoa, filum - Ciliophora. Ciliata tersebar luas di perairan tawar. Bentuk selnya ellipsoidal, dimensinya 200x40 mikron. Makanan utama ciliate adalah bakteri, ragi, dll. Reproduksi ciliata terjadi melalui pembelahan sel melintang. Tergantung pada kondisi pertumbuhannya, waktu pembangkitan dapat berkisar dari beberapa jam hingga beberapa hari.
Dibandingkan dengan kelompok protozoa lainnya, ciliata memiliki struktur paling kompleks dan memiliki fungsi yang beragam. Ciliata bergerak terus menerus. Kecepatannya pada suhu kamar adalah 2,0-2,5 mm/s. Lintasan pergerakannya rumit: ia bergerak maju, berputar sepanjang sumbu memanjang tubuh, dengan bantuan silia, yang jumlahnya mencapai 10-15 ribu. Perubahan kondisi eksternal (suhu, komposisi kimia lingkungan, getaran elektromagnetik, dan faktor lainnya) dirasakan oleh sel, dan respons pertama adalah perubahan sifat gerakan: penurunan atau peningkatan kecepatan, frekuensi berhenti dan berbelok, berbagai taksi, misalnya geo-, magnetic, aero -, chemotaxis.
2.2. Bahan sumber untuk menumbuhkan kultur ciliate ditransfer setelah perangkat BIOTESTER-2 dikirimkan. Kultur tersebut juga dapat diperoleh dari koleksi kultur protozoa yang tersedia di berbagai organisasi ilmiah (misalnya di BiNII St. Petersburg State University: 198904; Old Peterhof, Oranienbaumskoe Shosse, 2). Anda dapat mengisolasi budaya Anda dari reservoir lokal atau membelinya dari aquarists, namun perlu diingat bahwa afiliasi spesies dapat ditentukan oleh ahli protozoologi spesialis, karena ada perwakilan lain dari genus Paramecium caudatum.
2.3. Penanaman
2.3.1. Teknik ini dapat menggunakan kultur ciliate yang ditanam dengan menggunakan berbagai metode yang menjamin diperolehnya suatu benda uji, pertama, dalam jumlah yang cukup untuk analisis, dan kedua, sensitif terhadap model toksikan dalam konsentrasi yang ditetapkan dalam paragraf 2.3.
Kultur ditanam dalam wadah apa pun yang nyaman, misalnya botol kaca, gelas kimia, cawan Petri dan lain-lain. Bakteri, ragi dan campurannya ditumbuhkan secara steril pada media padat digunakan sebagai makanan. Jika tidak ada kondisi untuk menanam makanan steril, Anda bisa menggunakan ragi roti yang dikeringkan dengan udara.
Ketentuan umum dalam budidaya suatu tanaman meliputi persyaratan wajib identitas media tanam dan media yang akan digunakan untuk tata cara pencucian kultur dari hasil metabolisme, memperoleh suspensi kerja, pengenceran sampel air dan tata cara lain pada kultur.
Metode budidaya ciliate diberikan di bawah ini sebagai contoh.
2.3.2. Cara budidaya ciliate
Suspensi ciliate dalam medium Lozin-Lozinsky ditambahkan sebanyak 100 ml dengan kepadatan 1000 ± 200 sel/ml ke dalam labu berbentuk kerucut berleher lebar 200 ml. Ragi kering udara ditambahkan sebagai makanan dengan takaran 1 mg per 1 ml media. Budidaya dilakukan pada suhu 18-26°C.
Untuk analisis biotes, kultur digunakan pada awal fase pertumbuhan stasioner. Untuk memantau perkembangan populasi, diambil sampel setiap hari, yang ditentukan jumlah selnya sesuai dengan pasal 2.3.4.1. Tidak adanya pertumbuhan sel dalam suatu populasi menunjukkan permulaan fase stasioner pertumbuhan, pemantauan harian memungkinkan untuk menentukan permulaannya. Biasanya, pada kondisi yang disebutkan di awal bagian ini, fase stasioner pertumbuhan terjadi pada hari ke 2-3, dan kepadatan kultur akan menjadi 4000 ± 1000 sel/ml.
2.3.3. Pemeliharaan dan penyimpanan budaya
Pada saat jeda analisis biotest, cukup memelihara kultur hanya sebagai bahan benih. Salah satu cara untuk mempertahankannya adalah pada butiran beras. Masukkan 2-3 butir beras mentah ke dalam cawan Petri, tambahkan media sekitar 30-40 ml dan tempatkan sel sepatu ciliate sebanyak 50-100 sel/ml. Setiap 2 minggu sekali, ganti media dan butiran beras.
Akan lebih mudah untuk memelihara kultur cadangan dalam tabung reaksi. Setiap 7-10 hari sekali, konsentrat sel dari bagian atas tabung reaksi (tanpa diaduk) dituangkan ke dalam tabung reaksi lain, ditambahkan media L-L ke volume sebelumnya dan 0,5 mg ragi per 1 ml cairan.
Cara lain untuk melestarikan budaya adalah dengan menyimpannya di lemari es pada suhu rendah positif. Laju pembagiannya bisa satu pembagian setiap 10-20 hari. Kultur dicuci dari produk metabolisme dan makanan lama, konsentrasi suspensi disesuaikan menjadi 200±100 sel/ml, ragi kering ditambahkan 0,2 mg/ml dan dimasukkan ke dalam lemari es. Dengan cara ini budaya tersebut dapat dilestarikan hingga satu bulan. Saat menggunakan kultur yang disimpan di lemari es, perlu menunggu sampai suhunya sama dengan suhu larutan lain dan baru kemudian melakukan prosedur yang diperlukan.
Perhatian khusus harus diberikan pada fakta bahwa ciliate tidak tahan terhadap perubahan suhu yang tiba-tiba (!).
2.3.4. Penentuan konsentrasi suspensi ciliata
Konsentrasi sel harus ditentukan selama pertumbuhan kultur, selama pembuatan suspensi sel yang berfungsi, dan untuk menentukan besarnya reaksi pengujian. Penentuan konsentrasi sel ciliate mudah dilakukan dengan menggunakan perangkat seri "Biotester" yang dikalibrasi.
2.3.4.1. Secara umum, konsentrasi sel ciliata ditentukan dengan menghitung sel di bawah mikroskop menggunakan metode yang diterima secara umum dalam praktik mikrobiologi: menggunakan kotak ukur, ruang hitung, dll. Jumlah sel yang dihitung dihitung ulang per satuan volume medium dan dinyatakan sebagai konsentrasi (sel/ml). Di bawah ini adalah contoh cara menghitung sel ciliata. Kocok suspensi awal ciliates dan keluarkan 0,5 ml suspensi menggunakan pipet. Ke volume ini tambahkan 9,5 ml larutan NaCl 1%. Dengan cara ini, imobilisasi ciliates tercapai. Tanpa menunggu ciliate imobilisasi sempurna (setelah sekitar 2-5 menit), 0,5 ml diambil dari suspensi encer dan volume ini didistribusikan dalam bentuk 6-10 tetes besar pada kaca kering (misalnya, dalam Petri piring). Dengan menggunakan mikroskop (kaca pembesar), ciliate dihitung dalam semua tetes. Hasil yang diperoleh dihitung ulang per 1 ml suspensi asli.
Misalnya: 0,5 ml suspensi ciliata yang diimobilisasi didistribusikan dalam 6 tetes, di mana 29, 38, 32, 31, 28, 35 sel dihitung - total 193. 1 ml suspensi encer mengandung 386 sel, dan 1 ml suspensi asli mengandung 386 sel, sehingga terdapat 3860 sel ciliata.
2.3.4.2. Alat khusus untuk menentukan jumlah sel ciliata yang bergerak adalah perangkat seri Biotester. Konsentrasi sel motil ditentukan menggunakan kurva kalibrasi yang dibuat sebelumnya.
Untuk membuat kurva kalibrasi, ambil suspensi sel ciliata dalam media L-L sesuai pasal 2.3.2. Serangkaian pengenceran dibuat dari suspensi, yang masing-masing memiliki konsentrasi 2 kali lebih kecil dari yang sebelumnya, volume suspensi setiap pengenceran minimal 5 ml. Pengenceran akhir mungkin mengandung 5-10 kapet/ml. Konsentrasi sel awal ditentukan dengan menghitung jumlah sel di bawah mikroskop (lihat bagian 2.3.4.1). Konsentrasi sel dalam serangkaian pengenceran ditentukan dengan perhitungan yang tepat. Dalam hal ini, konsentrasi sel ciliate bergerak yang ada dalam suspensi kerja awal dan dalam semua pengenceran ditentukan secara berurutan dengan melakukan pembacaan pada perangkat. Untuk melakukan ini, isi kuvet dengan suspensi sel yang terkontrol ke atas (jangan melumpuhkan ciliate!), letakkan di modul kuvet perangkat dan lakukan serangkaian pembacaan.
Tata cara penghitungan sel pada suspensi awal, pembuatan pengenceran, pengukuran suspensi awal dan pengenceran pada alat diulangi minimal 3 kali dan hasilnya dirata-rata. Berdasarkan data yang diperoleh, kurva kalibrasi dibangun sebagai ketergantungan pembacaan instrumen pada logaritma konsentrasi sel. Kurva yang dibangun dapat digunakan dalam waktu lama dengan alat ukur yang sama.
2.4. Mempersiapkan ciliata untuk dianalisis
2.4.1. Kultur ciliate yang ditanam menurut pasal 2.3 dicuci dari produk metabolisme dan makanan, konsentrasinya disesuaikan dengan nilai kerja, dan kesiapan kultur untuk dianalisis diperiksa berdasarkan sensitivitasnya terhadap model toksikan dan kemampuannya untuk dilepaskan ke dalam sampel yang bersih.
2.4.2. Pencucian budaya
Saat mencuci, reaksi fisiologis normal ciliates digunakan untuk mengumpulkan cairan di lapisan atas. Penggunaan wadah dengan leher panjang yang sempit memungkinkan untuk mengkonsentrasikan ciliate di zona atas dan mengalirkannya ke wadah lain dengan jumlah minimum media budidaya yang terkontaminasi. Konsentrat diencerkan dengan media L-L yang bersih, sel-sel di zona atas dikumpulkan kembali dan dikeringkan. Hasil pencucian ciliate, derajat pengenceran cairan kultur dengan media bersih minimal 1:200.
Contoh. Kultur ditanam pada media L-L. Media pembersih - L-L. Tambahkan 50 ml media L-L ke dalam 50 ml kultur dan tuangkan secara hati-hati ke dalam labu takar 100 ml, pastikan memenuhi bagian leher. Setelah 5-15 menit, ciliates berkumpul di zona atas. Tiriskan bagian atas cairan dari labu. Suspensi sel diperoleh dengan pengenceran dua kali lipat cairan kultur dan volume, misalnya 20 ml. Prosedur pencucian diulangi 2 kali lagi, menambahkan 80 ml media L-L ke dalam 20 ml suspensi dan diperoleh suspensi sel, misalnya dalam volume 10 ml dengan pengenceran suspensi asli ciliata sebanyak 50 kali. Volume suspensi yang dihasilkan disesuaikan menjadi 10 ml dan diperoleh pengenceran 250 kali lipat. Tentukan konsentrasi sel dalam suspensi yang dihasilkan sesuai dengan ayat 2.3.4 dan bawa ke nilai 1000±200 sel/ml. Suspensi kerja sel ciliate yang dihasilkan, setelah pengujian pendahuluan, digunakan dalam waktu 1,5 jam.
2.4.3. Memeriksa kesiapan suspensi ciliata untuk dianalisis
Pemeriksaan dilakukan berdasarkan dua parameter secara bersamaan:
- sesuai dengan tingkat pelepasan ciliata ke dalam sampel kontrol yang bersih;
- Sesuai dengan sensitivitas terhadap model toksikan.
2.4.3.1. Untuk memeriksa hasil ciliata dalam sampel kontrol, isi tiga kuvet dengan suspensi sel sesuai dengan paragraf 4.1, media lapisan L-L atau air yang jelas tidak beracun (tetapi bukan sulingan). Setelah 30 menit, konsentrasi sel di zona atas kuvet diukur sesuai dengan pasal 4.2. Hasilnya dirata-ratakan pada 3 kuvet dan kesiapan kultur uji untuk analisis biotes ditentukan sesuai dengan ketentuan: rendemen harus minimal 70% dari konsentrasi suspensi kerja.
2.4.3.2. Untuk menguji kepekaan terhadap model toksikan, larutan tembaga sulfat dengan konsentrasi 0,1 mg/l, yang dibuat sesuai dengan pasal 3.4, dilapiskan ke dalam tiga kuvet. Setelah 30 menit, ukur konsentrasi di zona atas kuvet sesuai dengan pasal 4.2 dan hitung indeks toksisitas larutan tembaga sulfat.
Kultur digunakan dalam analisis biotest.
3. Alat ukur, alat bantu, bahan, larutan.
3.1. Alat pengukur:
- mikroskop binokular dengan perbesaran sekitar 10-50;
- perangkat seri BIOTESTER, misalnya, BIOTESTER-2 - fotometer pulsa khusus menurut TU 401-51-005-91* dengan satu set kuvet fotometrik;
________________
* Spesifikasi yang disebutkan di sini dan selanjutnya dalam teks tidak diberikan. Untuk informasi lebih lanjut silakan ikuti tautannya. - Catatan produsen basis data.
- timbangan laboratorium tujuan umum(GOST 8.520-84).
3.2. Perangkat bantu:
- wadah untuk budidaya yang terbuat dari bahan kimia inert, misalnya gelas kimia, labu leher lebar berbentuk kerucut, cawan Petri (GOST 25336-82);
- pipet, labu takar, tabung reaksi (GOST 20292-74, 1770-74).
3.3. Bahan:
- garam tingkat analitis atau tingkat kimia: natrium klorida, kalium klorida, kalsium klorida, magnesium sulfat, natrium karbonat, tembaga sulfat pentahidrat;
- polivinil alkohol PVA - kelas 11/2, kelas premium (GOST 10779-78);
- ragi roti yang dikeringkan dengan udara - digunakan sebagai makanan untuk ciliata.
3.4. Solusi:
- suspensi sel ciliata yang diperoleh dengan menumbuhkan benda uji dalam kondisi tertentu (lihat pasal 2.3), dicuci dari produk metabolisme dan makanan (lihat pasal 2.4) dan dibawa ke konsentrasi kerja (kepadatan) 1000±200 sel/ml;
- media budidaya dan pengenceran: dibuat dengan air suling (media Lozin-Lozinsky, selanjutnya L-L). Dimungkinkan untuk menggunakan air keran, yang harus diolah dengan benar (deklorinasi dan didiamkan selama 5-10 hari).
Untuk menyiapkan konsentrat medium L-L, garam berikut (kadar analitik atau murni kimia) dilarutkan dalam 1 liter air: NaCI - 1,0 g, KCI - 0,1 g, MgSO - 0,1 g, CaCIx2H2O - 0,1 g, NaHCO - 0,2 g. Larutan ini bisa disimpan di lemari es hingga 7 hari. Untuk pekerjaan, media L-L digunakan, diperoleh dengan pengenceran sepuluh kali lipat dari konsentrat asli. Media pengenceran dan media budidaya harus sama dan menjamin kelangsungan hidup ciliata selama 5 hari;
- model racun berdasarkan tembaga sulfat. Larutan stok tembaga sulfat (10 mg/l) dalam air suling disimpan tidak lebih dari seminggu. Konsentrasi kerja tembaga sulfat disiapkan sebelum penentuan. Larutan garam dengan konsentrasi hingga 1 mg/l dibuat dalam air suling, dan dengan konsentrasi 0,1 mg/l atau kurang - dalam media L-L;
- Larutan PVA dalam medium L-L: larutan 5% digunakan sebagai pengental netral. Untuk menyiapkan larutan PVA, 0,5 g bubuk PVA dicampur dengan 9,5 ml media L-L. Campuran dipanaskan dalam penangas air sampai bubuk larut. Gunakan solusinya sepanjang hari.
4. Metode penentuan
4.1. Metode penentuan toksisitas media cair didasarkan pada kemampuan benda uji untuk bereaksi terhadap kemunculan zat-zat yang membahayakan fungsi vitalnya di lingkungan perairan, dan bergerak sepanjang gradien konsentrasi zat-zat tersebut (reaksi kemotaktik). ), menghindari efek berbahayanya.
Reaksi kemotaktik diwujudkan dalam kondisi adanya gradien konsentrasi zat kimia yang stabil dan dapat direproduksi. Gradien serupa dibuat dengan melapisi sampel air uji dalam kuvet vertikal (tabung reaksi) di atas suspensi ciliate dalam pengental. Dalam hal ini, batas stabil terbentuk dalam kuvet pengukuran, yang dipertahankan sepanjang periode biotesting. Antarmuka ini tidak menghalangi pergerakan bebas ciliata ke arah yang diinginkannya dan pada saat yang sama mencegah pencampuran cairan dari zona bawah dan atas.
Setelah membuat dua zona dalam kuvet dalam waktu 30 menit, ciliata didistribusikan kembali ke seluruh zona. Fitur Penting reaksi perilaku ciliates - pergerakan besar-besaran sel ke lapisan atas cairan. Jika sampel uji tidak mengandung zat beracun, maka konsentrasi sel ciliate di zona atas akan diamati di kuvet. Adanya zat toksik pada sampel uji menyebabkan perbedaan sifat redistribusi ciliate dalam kuvet, yaitu semakin tinggi toksisitas sampel maka semakin kecil proporsi ciliata yang berpindah ke zona atas (sampel uji).
4.2. Kriteria efek toksik adalah perbedaan yang signifikan dalam jumlah sel ciliata yang diamati di zona atas kuvet dalam sampel yang tidak mengandung zat beracun (kontrol), dibandingkan dengan indikator yang diamati pada sampel uji (percobaan)
4.3. Penilaian kuantitatif parameter reaksi uji yang mengkarakterisasi efek toksik dilakukan dengan menghitung rasio jumlah sel ciliata yang diamati dalam sampel kontrol dan uji (menurut pasal 8.1), dan dinyatakan sebagai nilai tak berdimensi - indeks toksisitas (T ).
5. Kondisi penentuan
5.1. Penentuan toksisitas dengan metode ini dilakukan oleh operator yang berkualifikasi teknisi laboratorium.
5.2. Metode ini tunduk pada aturan keselamatan umum saat bekerja dengan bahan kimia umum dan peralatan laboratorium (ditunjukkan dalam paspor perangkat).
5.3. Ciliata beroperasi pada kisaran suhu 10-30 °C jika sifat-sifatnya memenuhi persyaratan pasal 2.3.
6. Persiapan pelaksanaan definisi
6.1. Pengambilan sampel dan penyimpanan
Prosedur pengambilan sampel umum dijelaskan dalam dokumen berikut: ISO 5667/2. Kualitas air. Pemilihan sampel. bagian 2; Gost 24481-80. Air minum. Pemilihan sampel.
6.2. Biotesting sampel air dilakukan paling lambat 6 jam setelah pengambilannya. Jika analisis tidak mungkin dilakukan dalam jangka waktu yang ditentukan, sampel air didinginkan (+4 °C). Pengawetan sampel menggunakan bahan pengawet kimia tidak diperbolehkan.
6.3. Volume sampel berair yang diperlukan untuk melakukan analisis (dalam rangkap tiga) adalah sekitar 10 ml. Untuk penentuan tunggal, 2 ml sudah cukup.
6.4. Saat melakukan biotesting, suhu sampel uji harus sesuai dengan suhu suspensi benda uji. Ciliata tidak mentolerir perubahan suhu yang tiba-tiba (!).
6.5. Jika terdapat inklusi kasar dalam sampel, ukurannya sebanding dengan sel ciliate atau berukuran besar, penyaringan sampel diperlukan.
7. Melakukan tes
7.1. Mengisi kuvet
2,0 ml suspensi ciliates ditambahkan ke kuvet dalam konsentrasi kerja, yang sebelumnya diperiksa berdasarkan dua parameter: sensitivitas terhadap model toksikan (lihat paragraf 2.4.3.2) dan pelepasan ke media pengencer (lihat paragraf 2.4.3.1). Tambahkan 0,35 ml larutan PVA 5% ke dalam suspensi, campur semuanya dengan seksama, pastikan untuk melembabkan dinding kuvet, dan lapisi (misalnya, dengan pipet) 1,8 ml sampel berair yang dianalisis, hindari pencampuran dengan bagian bawah lapisan. Setelah 30 menit (durasi reaksi pengujian), konsentrasi ciliata di zona atas kuvet ditentukan secara berturut-turut dalam sampel kontrol () dan eksperimental (). Sampel kontrol dan eksperimen disiapkan secara bersamaan.
7.2. Mengukur konsentrasi ciliate menggunakan alat "BIOTESTER-2"
Kuvet yang disiapkan menurut pasal 7.1 ditempatkan secara berurutan dalam modul kuvet dan pembacaan instrumen dilakukan. Perangkat "BIOTESTER-2" menyediakan tiga mode pengoperasian:
- pengukuran dan tampilan hasil setiap 22 detik;
- pengukuran dan indikasi nilai rata-rata hasil 5 pembacaan (setiap 110 detik);
- pengukuran dan indikasi nilai rata-rata hasil 10 pembacaan (setiap 220 detik).
Bekerja dengan perangkat:
a) atur mode rata-rata ke “1” (LED di atas tombol menyala, LED di dekatnya mati);
b) masukkan kuvet ke dalam ceruk kuvet, tutup, tekan tombol “MULAI”;
c) indikasi padam, selama 12 detik (waktu penyesuaian otomatis) LED “COUNT” menyala, dan setelah 22 detik berikutnya nilai konsentrasi pertama dalam satuan sembarang muncul di panel tampilan. Hitung mundur disertai dengan sinyal cahaya dan suara yang berlangsung selama 2 detik;
d) selama 22 detik nilai pembacaan sebelumnya disimpan, kali ini cukup untuk mencatat hasilnya.
Jika konsentrasi racun sangat tinggi sehingga ciliates praktis tidak masuk ke dalam sampel (pembacaan perangkat dalam satuan sewenang-wenang berada di kisaran 000-008), maka LED “ALARM” mulai berkedip. Artinya sampel uji harus diencerkan hingga diperoleh nilai bermakna pada instrumen. (Ingatlah untuk menyesuaikan penilaian toksisitas berdasarkan tingkat pengenceran sampel asli).
Urutan operasi saat menggunakan mode pengukuran lain sama dengan yang dijelaskan di atas. Biasanya mereka beroperasi dalam mode rata-rata selama 5 pembacaan. Pengendalian dan pengujian sampel dilakukan rangkap tiga. Nilai replikasi dirata-rata dan indeks toksisitas dihitung sesuai dengan pasal 8.1.
8.Pengolahan dan penyajian hasil
8.1 Toksisitas sampel air dinilai berdasarkan perbedaan relatif jumlah sel di zona atas kuvet dengan sampel kontrol dan sampel yang dianalisis.
Indeks toksisitas didefinisikan sebagai:
di mana , masing-masing adalah pembacaan rata-rata perangkat untuk sampel kontrol dan analisis.
Indeks toksisitas () merupakan nilai yang tidak berdimensi dan dapat mengambil nilai dari 0 sampai 1 sesuai dengan derajat toksisitas sampel yang dianalisis.
Berdasarkan indeks toksisitasnya, sampel air yang dianalisis diklasifikasikan menurut derajat pencemarannya menjadi 4 kelompok:
I. Tingkat pencemaran yang diperbolehkan ();
II. Tingkat polusi sedang ();
AKU AKU AKU. Tingkat kontaminasi yang tinggi (serta nilai signifikan yang diperoleh dengan pengenceran 2, 4, 6 kali lipat dari sampel yang dianalisis);
IV. Tingkat kontaminasi yang sangat tinggi (nilai signifikan diperoleh dengan pengenceran 8 kali atau lebih dari sampel yang dianalisis).
8.2. Contoh pencatatan hasil pengukuran
|
Nomor sampel |
Sudut pandang- |
Pembacaan instrumen I.e. |
Nilai rata-rata 5 perubahan |
Nilai rata-rata Masing-masing 3 repetisi |
Indeks toksisitas, c.u. |
||||
|
Lingkungan kendali |
|||||||||
|
Contoh 1 |
Jika prosedur pembayaran di situs sistem pembayaran belum selesai, moneter Sebuah kesalahan telah terjadi Pembayaran belum selesai karena kesalahan teknis, uang tunai dari akun Anda | ||||||||
Biotesting adalah suatu metode untuk menilai kualitas lingkungan hidup (toksisitas suatu zat) dengan menggunakan percobaan dengan benda uji.Sejumlah tertentu (biasanya 10) benda uji ditempatkan dalam sampel air alami dan setelah kadaluwarsa. Untuk beberapa waktu dibandingkan dengan kontrol (menggunakan contoh daphnia: untuk menentukan toksisitas akut dibutuhkan 4 hari, untuk toksisitas kronis - 20-24 hari.) Sampel sedimen dasar dikeringkan, dibuat ekstrak, lalu semuanya mengikuti skema dengan daphnia
Biotesting dalam penilaian toksisitas air limbah
Saat menguji toksisitas air limbah, tidak diperbolehkan mengambil satu sampel pun.Jumlah porsi yang diperlukan dipilih berdasarkan pengalaman melakukan analisis (menurut pedoman metodologi dan gost) sampel biasanya diambil setiap jam pada siang hari, kemudian semuanya tercampur rata dan jumlah air yang dibutuhkan diambil untuk biotesting.sampel yang diambil untuk studi toksisitas tidak dapat disimpan.Dan di sini semuanya seperti pada pertanyaan 1: dua toples berisi air uji dan sebuah kontrol
Biotesting dalam menilai toksisitas bahan kimia. Indikator toksisitas (LC50, LD50, dll.)
Toksisitas bahan kimia ditentukan oleh dosis yang mematikan (untuk benda uji berdarah panas) dan konsentrasi yang mematikan (untuk benda akuatik). LC50 (conc. musim panas) adalah konsentrasi dalam Ba yang menyebabkan kematian 50% organisme uji dalam waktu tertentu.Alga juga digunakan sebagai benda uji, bagi mereka tidak mungkin untuk menentukan LC50, sehingga indikator IC50 (penghambatan konsentrasi adalah perlambatan pertumbuhan tanaman) Untuk menentukan toksisitas suatu bahan kimia, bahan tersebut diencerkan dalam air dengan perbandingan 1/10.1/100.1/1000. Ambil 2 sampel (toples) dan satu kontrol.Setelah waktu yang ditentukan, bandingkan sampel dengan kontrol, pilih konsentrasi zat untuk menentukan LC50 secara akurat
Uji organisme yang digunakan dalam biotesting. Kriteria pemilihan organisme uji
Objek uji adalah organisme yang digunakan untuk menilai toksisitas zat, sedimen dasar, perairan dan tanah. Ini adalah organisme yang tumbuh secara khusus di kondisi laboratorium, dengan afiliasi sistematis yang berbeda (tikus, ganggang, protozoa, ikan). Persyaratan untuk mereka: homogen secara genetik (garis murni), disesuaikan dengan kondisi laboratorium; idealnya, reaksi tidak bergantung pada siklus musiman dan harian.Kumpulan benda uji ditentukan oleh metode
Fungsi tes
Fungsi uji adalah kriteria toksisitas yang digunakan dalam biotesting untuk mengkarakterisasi respon suatu benda uji terhadap pengaruh lingkungan yang merusak (negatif). Misalnya: kematian/kelangsungan hidup (biasanya digunakan untuk protozoa, serangga, krustasea, ikan), kesuburan/jumlah keturunan, waktu kemunculannya, munculnya penyimpangan abnormal.untuk tanaman - laju perkecambahan biji, panjang akar primer, dll.
Kriteria utama untuk menilai toksisitas berdasarkan hasil biotesting
Efek toksik - perubahan tanda-tanda vital di bawah pengaruh racun, tergantung pada karakteristik zat. Setelah kematian dalam sampel<10% от контроля можно говорить о том,что среда не токсична.10-50% - среда безвредна.>50% - lingkungan beracun
Seleksi, pengangkutan sampel, persiapan biotesting
Untuk memperoleh informasi yang dapat dipercaya tentang sifat racun suatu sampel, sampel harus dikumpulkan dan disimpan dengan benar sampai pengujian dilakukan.Dengan menggunakan peta atau diagram sungai, lokasi pengambilan sampel (stasiun) dipilih. Untuk menilai kualitas air secara lebih akurat, beberapa sampel diambil di setiap stasiun. Sampel diperas dan dipindahkan ke wadah plastik. Biotesting sampel air dilakukan paling lambat 6 jam setelah pengambilan. Selama pengangkutan sampel dalam jangka waktu lama, suhunya dapat diturunkan hingga +4 derajat
Fitur eksperimen biotesting akut dan kronis
uji toksisitas akut dinyatakan dalam kematian organisme selama jangka waktu tertentu (beberapa detik atau beberapa hari).Toksisitas kronis muncul dengan sendirinya hanya setelah beberapa hari dan, sebagai suatu peraturan, tidak menyebabkan kematian yang cepat pada organisme. organisme; hal ini dinyatakan dalam terganggunya fungsi vital, terjadinya toksikosis